1. bookVolume 59 (2020): Edizione 4 (December 2020)
Dettagli della rivista
License
Formato
Rivista
eISSN
2545-3149
Prima pubblicazione
01 Mar 1961
Frequenza di pubblicazione
4 volte all'anno
Lingue
Inglese, Polacco
Accesso libero

Generowanie MostkÓW Disiarczkowych W BiaŁKach – RÓŻNorodnoŚĆ Strukturalna I Funkcjonalna BiaŁEk Dsba

Pubblicato online: 04 Jan 2021
Volume & Edizione: Volume 59 (2020) - Edizione 4 (December 2020)
Pagine: 345 - 355
Ricevuto: 01 Jun 2020
Accettato: 01 Oct 2020
Dettagli della rivista
License
Formato
Rivista
eISSN
2545-3149
Prima pubblicazione
01 Mar 1961
Frequenza di pubblicazione
4 volte all'anno
Lingue
Inglese, Polacco
Wstęp

Procesy utleniania i redukcji reszt cysteinowych białek odgrywają istotną rolę w wielu procesach zachodzących w komórkach, pełnią rolę strukturalną, katalityczną oraz sygnalizacyjną. Generowanie mostków disiarczkowych, będących kowalencyjnymi wiązaniami wytwarzanymi w reakcji utleniania reszt cysteinowych białek, jest istotnym elementem procesu dojrzewania protein zapewniającym ich funkcjonalność poprzez wpływ na ich konformację i stabilność. W komórkach bakterii Gram-ujemnych proces ten zachodzi w utleniających warunkach przestrzeni peryplazmatycznej i jest katalizowany przez zespół białek Dsb (disulfide bond). W strukturze przestrzennej białek Dsb wyróżnia się domenę tioredoksyny (TRX) ze ściśle konserwowanym, aktywnym motywem CXXC oraz tak zwaną pętlę prolinową (reszta cis-proliny w strukturze przestrzennej białka sąsiadująca z motywem CXXC i oddziałująca z cysteiną aktywną w reakcji redoks). Oba te elementy odgrywają istotną rolę w oddziaływaniach białek Dsb z ich partnerami redoks i substratami. Ponieważ czynniki wirulencji wielu patogennych bakterii to białka pozacytoplazmatyczne, które dla osiągnięcia właściwej struktury wymagają wprowadzenia mostków disiarczkowych, aktywność systemów Dsb jest istotną determinantą zjadliwości mikroorganizmów. Rozwiązanie struktur białek Dsb oraz zrozumienie mechanizmów ich działania zapoczątkowało badania zmierzające do wykorzystania ich jako celów leków antybakteryjnych [6, 58]. Wykorzystanie różnorodnych strategii (mikrobiologicznych, biochemicznych, biofizycznych, bioinformatycznych czy proteomicznych) zaowocowało w ostatnich latach szczegółową charakterystyką funkcjonowania sieci Dsb modelowej bakterii Escherichia coli (EcDsb). Dane te przedstawia wiele znakomitych publikacji przeglądowych. Ostatnio opublikowane to między innymi [3, 40, 43]. Doskonalenie metod sekwencjonowania materiału genetycznego ujawniło różnorodność systemów Dsb w świecie mikroorganizmów. Różnice dotyczą liczby białek Dsb konkretnej kate gorii, ich wzajemnych interakcji oraz struktur i obserwowane są nie tylko pomiędzy przedstawicielami różnych rodzajów czy gatunków, ale także czasami pomiędzy szczepami tego samego gatunku bakterii [8, 18, 42]. Prezentowana praca przeglądowa przedstawia charakterystykę białek DsbA bezpośrednio odpowiedzialnych za wprowadzanie mostków disiarczkowych do białek pozacytoplazmatycznych bakterii Gram-ujemnych. Koncentruje się na uzyskanych w ostatnich latach danych dotyczących ich struktur, filogenezy oraz oddziaływań z partnerami redoks i substratami.

System białek Dsb Escherichia coli
Charakterystyka tiolowej oksydoreduktazy Escherichia coli – białka DsbA

Modelowym i najdokładniej scharakteryzowanym w wielu aspektach białkiem DsbA jest EcDsbA. Zostało ono zidentyfikowane w roku 1991 a jego strukturę rozwiązano w roku 1993 [5, 44]. EcDsbA (21 kDa) jest monomerem składającym się z dwóch domen: tioredoksynowej i helikalnej (Ryc. 1). Domena tioredoksynowa (około 90 reszt aminokwasowych) zawiera pięć β-kartek/harmonijek połączonych trzema α-helisami (H1, H6 i H7). Helisy H2-H5 tworzą domenę heliakalną. Cechą charakterystyczną EcDsbA jest obecność α-heliakalnej domeny wewnątrz domeny tioredoksynowej. Centrum katalityczne tworzy motyw CXXC (CPHC) zlokalizowany na N-końcu helisy H1, otoczony trzema pętlami. Pętla pierwsza (L1) łączy harmonijkę β3 i helisę H2, pętla druga (L2) określana jako pętla cisPro (cisPro loop) łączy fragmenty H6 i β4, a pętla 3 (L3) łączy fragmenty β5 i H7. Wytworzony na powierzchni EcDsbA, powyżej aktywnego motywu, hydrofobowy rowek oraz ładunek powierzchniowy decydują o aktywności enzymatycznej białka, jego oddziaływaniach z substratami, zarówno partnerem redoks jak i białkami do których wprowadzane są mostki disiarczkowe [57]. W przeciwieństwie do większości białek peryplazmatycznych przenoszonych do peryplazmy po zakończeniu procesu translacji, DsbA jest transportowane przez błonę wewnętrzną komórki kotranslacyjnie, w sposób zależny od SRP (signal recognition particle) z wykorzystaniem translokonu SecYEG [56].

Ryc. 1.

Struktura białka DsbA pochodzącego z Escherichia coli

A) Struktura przestrzenna białka DsbA E. coli (PDB, 1FVK [20]). W kolorze czarnym zaznaczono lokalizację motywów katalitycznych CPHC oraz VcP.

(B) Schematyczne ułożenie elementów strukturalnych białka EcDsbA. W ramce zaznaczono domenę tioredoksynową (opis w tekście). β-kartki są reprezentowane przez prostokąty, α-helisy – przez faliste czworokąty.

DsbA katalizuje tworzenie wiązań disiarczkowych bezpośrednio po transporcie białka do peryplazmy, a jego substraty mogą być na różnych etapach zwijania. W warunkach in vivo proces ten wymaga współdziałania kilku oksydoreduktaz warunkujących transport elektronów. Proces rozpoczyna się od nukleofilowego ataku zredukowanej cysteiny białka, które jest substratem dla DsbA. Atak dokonywany jest na N-terminalną, zlokalizowaną na powierzchni białka cysteinę C30 motywu CPHC DsbA. Ukryta we wnętrzu DsbA cysteina C33 nie bierze udziału w tym procesie. W wyniku tej reakcji powstaje przejściowy kompleks pomiędzy DsbA i substratem. W następnym etapie, kolejna cysteina białka substratowego przeprowadza atak na cysteinę połączoną z DsbA. Następuje utlenienie substratu i redukcja białka DsbA [13].

Partnerem redoks DsbA, odpowiadającym za odtworzenie jego utlenionej aktywnej formy, jest białko błony wewnętrznej EcDsbB. W jego sekwencji aminokwasowej obecne jest sześć reszt cysteinowych, spośród których cztery są niezbędne do ponownego utlenienia DsbA. W strukturze przestrzennej EcDsbB wyróżniono cztery helisy transmembranowe (TM1-TM4) oraz dwie pętle peryplazmatyczne P1 i P2, w obrębie których występują dwie aktywne pary cystein: Cys41-Cys44 w pętli P1 oraz Cys104-Cys130 w pętli P2 [23]. Reakcja ponownego utlenienia białka EcDsbA przez białko EcDsbB rozpoczyna się od nukleofilowego ataku Cys30 motywu katalitycznego białka DsbA na disiarczek Cys104-Cys130 białka DsbB. Skutkuje to powstaniem przejściowego mostka disiarczkowego pomiędzy Cys30 (EcDsbA) a Cys104 (EcDsbB) i przeniesieniem wiązania na EcDsbA. Powstałe grupy tiolowe Cys104 i Cys130 EcDsbB są ponownie utleniane przez parę reszt cysteinowych pętli pierwszej (Cys41-44), a elektrony są przekazywane na chinon, a następnie na tlen (warunki tlenowe) lub fumaran/azotan (warunki beztlenowe) [24].

Białka szlaku izomeryzacji-redukcji

Białko DsbA skutecznie i szybko katalizuje reakcje powstawania wiązań disiarczkowych pomiędzy cysteinami białka transportowanego do peryplazmy. Utlenianie reszt cysteinowych zachodzi w sposób zgodny z ich kolejnością w łańcuchu aminokwasowym. Białka, które wymagają wprowadzania wiązań disiarczkowych pomiędzy niesąsiadującymi resztami cysteinowymi, w takiej sytuacji nabywają złą konformację. Są one degradowane przez proteazy peryplazmatyczne albo izomeryzowane z powrotem do prawidłowego utlenionego stanu, przez izomerazę disiarczkową EcDsbC [43, 44]. EcDsbC (23 kDa) jest homodimerem o V-kształtnej strukturze. Każdy monomer złożony jest z dwóch domen: C-koniec zawiera domenę TRX z motywem CXXC (Cys98 i Cys101), o właściwościach katalitycznych, natomiast N-koniec domenę dimeryzacyjną [45]. Aktywną formą EcDsbC jest jego forma zredukowana. Proces dimeryzacji białka DsbC jest kluczowy w jego aktywności, zapobiega bowiem jego utlenianiu przez EcDsbB [2]. EcDsbC jest urzymywane w zredukowanej formie przez aktywność błonowego EcDsbD, transportującego w wieloetapowym procesie elektrony z cytoplazmy. EcDsbD, zawierające w sekwencji aminokwasowej sześć reszt cysteinowych, składa się z ośmiu transbłonowych segmentów (domena β) i dwóch domen peryplazmatycznych (N- i C-koniec białka, nazywane odpowiednio α i γ domenami). Cysteiny EcDsbD są niezbędne do transportu elektronów z cytoplazmatycznej tioredoksyny, poprzez domeny β, γ i α EcDsbD do peryplazmatycznych tiolowych oksydoreduktaz [11, 31]. Poza EcDsbC, substratami EcDsbD są EcDsbG oraz EcCcmG. EcDsbG (26 kDa) to dimeryczna peryplazmatyczna tiolowa oksydoreduktaza o strukturze podobnej do EcDsbC lecz odmiennej funkcji. Jej aktywność redukująca chroni białka posiadające pojedyncze cysteiny przed utlenieniem do kwasu sulfonowego [14, 21]. EcCcmG (cytochrome c maturation system) jest błonowym białkiem biorącym udział w procesie biogenezy cytochromu c [52].

Klasyfikacja monomerycznych białek DsbA

Przez ostatnie trzy dekady opisano wiele białek rodziny DsbA, obecnych w proteomach różnych gatunków bakterii, przedstawicieli typów Proteobacteria, Firmicutes czy Actinobacteria. Struktury rozwiązano dla ponad dwudziestu. Wszystkie białka homologi DsbA, pomimo często niskiej identyczności sekwencji aminokwasowej, posiadają podobną architekturę – domenę tioredoksynową z wbudowaną domeną heliakalną. Badania strukturalne, prowadzone zarówno metodą klasycznej rentgenowskiej krystalografii jak i spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR-nuclear magnetic resonance), w połączeniu z analizami cech biochemicznych i biofizycznych białek umożliwiły podział tej rodziny na dwie klasy: klasa DsbA-I z podziałem na DsbA-Ia i DsbA-Ib oraz klasa DsbA-II. Prawdopodobnie, po poznaniu struktur większej liczy białek, w klasie II również będzie konieczne wyróżnienie kilku podklas [47]. Podział białek DsbA w oparciu o analizy filogenetyczne pokrywa się z podziałem bazującym na analizach strukturalnych [59]. W tych badaniach wyróżniono trzy klady. Pierwszy z nich grupuje białka Dsb blisko spokrewnione z EcDsbA z komórek Gammaproteobacteria, takich jak np. Klebsiella pneumoniae (KpDsbA), Shigella flexnerii (SfDsbA), Salmonella enterica (SeDsbA i SeSgrA) czy Proteus mirabilis (PmDsbA) i odpowiada poprzednio opisanej grupie DsbA-Ia [35, 36, 60, 66]. Białka o wysokiej (około 80%) identyczności sekwencji aminokwasowej do EcDsbA (z wyjątkiem PmDsbA – 59% identyczności) należące do tej grupy, posiadają podobnie jak EcDsbA długi hydrofobowy rowek otaczający motyw aktywny, który jest identyczny jak ten w EcDsbA (CPHC oraz cis-prolina poprzedzona waliną).

Do kladu pierwszego zaliczane są też białko DsbA z Vibrio cholerea (VcDsbA – 40% identyczności sekwencji aminokwasowej z EcDsbA) oraz białka DsbL (dodatkowe białka DsbA występujące w nie których szczepach E. coli czy S. enterica). Motyw aktywny oraz potencjał redoks VcDsbA są zbliżone do war tości charakterystycz nych dla EcDsbA ale jego struktura posiada cechy cha rak terystyczne dla grupy DsbA – Ib (patrz niżej) [63]. W wypadku białek DsbL zarówno ich właściwości (potencjał redoks, specyficzność substratowa) jak i architektura (skrócony hydrofobowy rowek oraz ładunek powierzchniowy) odbiegają od cech EcDsbA [18, 22].

Przedstawicielami kladu drugiego (uprzednio nazwany DsbA-Ib) są białka DsbA Gamma- oraz Betaproteobakteria np. Pseudomonas aeruginosa PaDsbA1, Neisseria meningitidis NmDsbA1 i NmDsbA3 czy Burkhol deria pseudomallei BpDsbA [26, 38, 46, 61, 62]. Ta grupa nie jest tak homogenna jak wyżej opisana i pod różnymi aspektami odbiega od prototypowego białka EcDsbA. Identyczność sekwencji aminokwasowej do EcDsbA dla przedstawicieli tej grupy waha się w przedziale 20–30%. Różnice dotyczą między innymi cech motywu katalitycznego. Spotykany jest motyw CPHC sparowany z Val-cisPro jak i inne motywy np. NmDsbA3 posiada motyw CVHC połączony z Thr-cisPro. Różnice strukturalne dotyczą długości hydrofobowego rowka, ładunku powierzchniowego oraz motywu katalitycznego.

Trzeci klad tworzą homologi EcDsbA należące do różnych grup taksonomicznych, które znacząco odbiegają od prototypowego EcDsbA, zarówno pod względem identyczności sekwencji aminokwasowej jak i struktury przestrzennej. Do najdokładniej scharakteryzowanych należą DsbA przedstawicieli Actinobacteria (MtDsbA z Mycobacterium tuberculosis, CdMdbA z Corynebacterium diphteriae), Gram-dodatnich Firmicutes (BsBdbD z Bacillus subtilis czy SaDsbA z Staphylococcus aureus) a także Proteobacteria zarówno Alphaproteobacteria (WpDsbA z Wolbachia pipientis) jak i Gammaproteobacteria (PaDsbA2 z Pseudomonas aeruginosa). Do tego kladu zaliczane jest także białko DsbA Chlamydia trachomatis (CtDsbA), Gram-ujemnego mikroorganizmu należącego do klasy Chlamydia [1, 10, 12, 37, 59]. Główna różnica strukturalna pomiędzy klasą DsbA-I i DsbA-II dotyczy ułożenia harmonijki β1. Dodatkowo w sekwencji aminokwasowej białka grupy DsbA-II zawierają drugą parę reszt cysteinowych powiązanych mostkiem, która nie pełni funkcji katalitycznej choć może odgrywać rolę w procesach regulacyjnych, co udokumentowano w odniesieniu do WpDsbA [37]. Białka tej grupy różnią ich motywy katalityczne [3].

Fizyczno-chemiczne właściwości różnych grup DsbA

Jedną z istotnych cech białek Dsb odzwierciedlających rodzaj i siłę ich aktywności jest potencjał redoks oraz pKa N-końcowej cysteiny motywu CXXC. Generalnie pod kątem potencjału redoks można je podzielić na trzy grupy; te o wysokim potencjale (około – 100 mV i powyżej), te o pośrednim potencjale (około – 200 mV) oraz białka o niskim potencjale (poniżej – 200 mV). Niski potencjał jest charakterystyczny dla cytoplaz matycznych tioredoksyn o aktywności redukującej, pośredni dla białek o aktywności izomeryzacyjnej, odpowiedzialnych za przebudowę źle wprowadzonych mostków. Wysoki potencjał redoks charakteryzuje pozacytoplazmatyczne białka Dsb o aktywności oksydacyjnej, a więc białka z rodziny DsbA. Potencjał redoks EcDsbA wynosi – 122 mV [44]. Zbliżoną wartość wykazują białka DsbA z grupy Ia (od – 154 mV do – 116 mV). Białka z grupy Ib mają zdecydowanie wyższy potencjał (od – 80 mV do – 94 mV) a te z grupy II są pod względem ich potencjałów redoks grupą wysoce niejednorodną, np. wartość potencjału redoks PaDsbA2 to –67 mV a CtDsbA to –229 mV [3]. Wartość pKa cysteiny pozwala określić w jakim pH cysteina występuje w równowadze w formie uprotonowanej (SH) i w formie anionu tiolowego (S). Standardowe pKa dla wolnej cysteiny wynosi 8,3/8,6. Wartość pKa wyeksponowanych na powierzchni białek DsbA N-końcowych cystein motywu CXXC jest dużo niższa niż ta dla wolnej cysteiny i waha się od około 3,0 do 5,0. Występuje korelacja pomiędzy wartością pKa a potencjałem redukcyjnym białka Dsb – im niższa wartość pKa N-terminalnej cysteiny motywu CXXC tym wyższy potencjał redukcyjny (wartość pKa dla cytoplazmatycznych tioredoksyn wynosi około 7) [53].

Testy biochemiczne określające poziom aktyw ności oksydacyjnej białek DsbA to test redukcji insuliny, testy utleniania białek zawierających mostki disiarczkowe (RNaza, hirudyna) czy zdolność do utleniania synte tycz nego charakteryzującego się fluorescencją peptydu. W tych testach białka przedstawiciele należące do grupy DsbA-Ia (głównie SeDsbA i KpDsbA) wykazują właściwości prawie identyczne jak EcDsbA [8, 36, 59]. Właś ciwości innych DsbA, nawet tych z grupy DsbA-Ib odbiegają od cech charakterystycznych dla EcDsbA co jest efektem, czasami nawet niewielkich, zmian strukturalnych.

Oddziaływanie DsbA z dwiema grupami partnerów – partnerami redoks i substratami

Różnice struktury, często nawet niewielkie mają wpływ na rodzaj i liczbę substratów białek DsbA. Te tiolowe oksydoreduktazy oddziałują z dwoma rodzajami substratów: w stanie utlenionym z białkami do których wprowadzane są mostki pomiędzy grupami – SH reszt cysteinowych, w stanie zredukowanym z jednym substratem – białkami homologami EcDsbB, co prowadzi do reutlenienia DsbA.

Oddziaływanie z partnerami redoks

Rozwiązanie struktury kompleksu EcDsbA z EcDsbB doprowadziło do określenia sekwencji aminokwasowej krótkiego peptydu (96PSPFATCDFM106) z drugiej peryplazmatycznej pętli EcDsbB oddziałującego z EcDsbA w procesie transferu elektronów [25, 35, 68]. Ta sekwencja aminokwasowa jest identyczna lub prawie identyczna w białkach DsbB będących partnerami redoks DsbA z grupy Ia. Zgodnie z tym DsbA Ia oddziałują w testach in vitro z EcDsbB a in vivo komplementują brak EcDsbA w sposób zależny od EcDsbB [35, 36]. Sekwencje aminokwasowe peptydów białek DsbB biorących udział w reutlenianiu DsbA z grup Ib i II różnią się znacząco, zarówno między sobą jak i w porównaniu do EcDsbB. Tylko nieliczni przedstawiciele grupy Ib (NmDsbA1, PaDsbA1) wykazują zdolność do częściowej komplementacji braku EcDsbA (test ruchliwości) a białka DsbA z grupy II najbardziej strukturalnie odbiegające od EcDsbA nie są też funkcjonalnymi odpowiednikami EcDsbA. Ciekawe są interakcje pomiędzy białkami DsbA i DsbB w komórkach bakterii posiadających więcej niż jedno białko DsbA, które przeważnie należą do różnych grup strukturalnych. Genom Pseudomonas aeruginosa koduje dwa białka DsbA (PaDsbA1 i PaDsbA2) o różnej funkcji/specyficzności substratowej i strukturze oraz dwa białka DsbB (PaDsbB1 i PaDsbB2). PaDsbA1 odpowiedzialne za wprowadzanie mostków disiarczkowych do wielu czynników wirulencji jest zaliczane do grupy Ib. PaDsbA2 produkowane prawdopodobnie tylko w specyficznych warunkach posiada odmienną strukturę, jest przedstawicielem grupy II. Obydwa PaDsbA są reutleniane zarówno przez PaDsbB1 jak i PaDsbB2, dopiero brak obu PaDsbB wpływa na stan redoks DsbA1 i zakłóca jego funkcjonowanie. Przyczyna obecności dwóch białek o nakładających się funkcjach nie jest wyjaśniona. Wyznaczona in silico sekwencja aminokwasowa otaczająca resztę cysteinową drugiej pętli peryplazmatycznej jest identyczna w obu PaDsbB (AQGMGSCKM) i znacząco różna od tej obecnej w EcDsbB, chociaż oba PaDsbB komplementują brak EcDsbB w teście ruchliwości [1]. W komórkach uropatogennych szczepów Escherichia coli oraz niektórych szczepach Salmonella enterica poza główną parą EcDsbA/EcDsbB czy SeDsbA/SeDsbB funkcjonuje druga para tiolowych oksydaz DsbL/DsbI o wysokiej specyficzności substratowej. Oba białka DsbL (EcDsbL i SeDsbL) o wysokiej identyczności sekwencji aminokwasowej (93%) charakteryzują się wysokim podobieństwem struktur lecz znacząco różnią się od EcDsbA zarówno strukturalnie jak i funkcjonalnie. Białka DsbL są reutleniane przez tworzące z nimi parę redoks białka, homologi EcDsbB, nazwane DsbI, o odmiennej od EcDsbB sekwencji aminokwasowej peptydu wchodzącego w interakcje z partnerem generującym wiązania disiarczkowe. Sekwencja aminokwasowa tego peptydu to LFGVQGCST (analiza in silico) [3]. W komórkach N. meningitidis funkcjonują trzy białka DsbA: NmDsbA1, NmDsbA2 i NmDsbA3. Dwa z nich (NmDsbA1 i NmDsbA2) są lipoproteinami a jedno (NmDsbA3) jest białkiem peryplazmatycznym. Pomimo istniejących między nimi różnic strukturalnych wszystkie współpracują z jednym białkiem DsbB, które jest też zdolne in vitro do reulteniania EcDsbA. Sekwencja aminokwasowa jego aktywnego peptydu (TAPSCGAP) jest odmienna od tej wyznaczonej dla EcDsbB [38, 61, 62]. Procesy reutleniania dimerycznych tiolowych oksydoreduktaz generujących mostki disiarczkowe (patrz niżej) jak dotąd pozostają niewyjaś nione. DsbK (HP0231) H. pylori jest obecne w komórce typu dzikiego w stanie utlenionym a na jego stan redoks tylko w nieznacznym stopniu wpływa brak białka DsbI (nietypowy homolog EcDsbB) [8]. W komórkach E. coli HP0231 komplementuje brak EcDsbA w kilku testach (wrażliwość na DTT, ruchliwość i aktywność alkalicznej fosfatazy) w sposób niezależny od EcDsbB [55]. Dane te dokumentują aktywność HP0231 jako oksydazy, reutlenienie tego białka po przekazaniu mostka na odpowiedni substrat prawdopodobnie umożliwia jego dimeryczna struktura. Mechanizmy regulujące aktywność dwufunkcyjnych dimerycznych tiolowych oksydoreduktaz L. pneumophilla i C. jejuni (odpowiednio LpDsbA2 i C8J_1298) również nie zostały poznane. Rycina 2 przedstawia przykłady oddziaływań pomiędzy białkami DsbA i DsbB u różnych gatunków bakterii, natomiast rycina 3 topologię wybranych białek DsbB z zaznaczonymi aminokwasami istotnymi dla interakcji z DsbA.

Oddziaływanie z substratami

Różnice strukturalne pomiędzy białkami DsbA mają wpływ na rodzaj i liczbę ich substratów – białek do których wprowadzane są mostki disiarczkowe. Ponieważ kompleksy tworzone przez DsbA z substratami są nietrwałe, odpowiednie substraty identyfikowane są poprzez porównywanie subproteomów peryplazmatycznych szczepów dzikich z subproteomami mutantów w genach dsbA lub z zastosowaniem odpowiednich mutantów punktowych opóźniających lub uniemożliwiających rozwiązanie kompleksów [6, 27]. Zidentyfikowano dużą liczbę substratów białek DsbA, często istotnych czynników wirulencji [6, 40]. Niektóre białka DsbA jak np. EcDsbL charakteryzują się bardzo wysoką specyficznością substratową, podczas gdy inne reagują z wieloma substratami. W komórkach nie których mikroorganizmów np. N. meningitidis czy S. enterica funkcjonuje zwielokrotniona liczba białek DsbA, które posiadają zarówno nakładające się, jak i odmienne substraty. Jak dotąd pozostają niewyjaśnione dokładnie oddziaływania utlenionych DsbA z ich substratami. Być może mechanizm tych oddziaływań nie jest identyczny dla wszystkich białek DsbA. Analiza pierwszorzędowych sekwencji aminokwasowych, otaczających reszty cysteinowe pomiędzy którymi wytwarzane są mostki disiarczkowe, kilkudziesięciu białek nie wykazała istnienia pomiędzy nimi istotnych podobieństw. Analiza właściwości mutantów punktowych oraz fakt, że mutanty o zamienionej prolinie na treoninę w pętli cisPro (L2) sugerują, że ta pętla pełni kluczową rolę w wiązaniu substratów przez utlenioną formę EcDsbA. Rozwiązanie struktury kompleksu EcDsbA z peptydem białka SigA S. flexnerii, zawierającym reszty cysteinowe pomiędzy którymi wytwarzany jest mostek, wskazało, że peptyd nie wiąże się do regionu hydrofobowego rowka, który jest miejscem oddziaływania z EcDsbB. Tak więc można postawić hipotezę że hydrofobowy rowek determinuje oddziaływania DsbA z partnerem redoks a nie z substratami [50].

Ryc. 2.

Oddziaływania pomiędzy białkami DsbA i DsbB

Przykłady dotyczące wybranych gatunków bakterii Gram-ujemnych. Za wprowadzanie mostków disiarczkowych w komórkach Escherichia coli K12 odpowiedzialne jest monomeryczne białko DsbA oraz reutleniające je błonowe białko DsbB; w komórkach uropatogennych szczepów E. coli (UPEC) funkcjonuje dodatkowa para białek DsbL-DsbI. Pseudomonas aeruginosa koduje dwa białka DsbA (DsbA1, DsbA2) oraz dwa błonowe DsbB (DsbB1, DsbB2). W komórkach Neisseria meningitidis kodowane są trzy białka DsbA (DsbA1, DsbA2, DsbA3) oraz tylko jedno białko DsbB. Dwa białka DsbA (DsbA1, DsbA2) oraz dwa błonowe białka DsbB i DsbI kodowane są w genomie Campylobacter jejuni 81116. DsbI kodowane w genomie C. jejuni 81116 oraz w genomie UPEC to dwa różne białka [49]. Oprócz monomerycznych białek DsbA1/2 we wprowadzanie mostków disiarczkowych zaangażowana jest także dimeryczna oksydoreduktaza C8J_1298, która oddziałuje zarówno z białkami DsbB, DsbI jaki i białkiem szlaku izomeryzacji redukcji – DsbD. W komórkach Legionella pneumophila kodowane są monemeryczne DsbA1, dimeryczne DsbA2 a także dwa DsbB (DsbB1, DsbB2) oraz dwa DsbD (DsbD1, DsbD2). Helicobacter pylori nie koduje w genomie klasycznej pary białek DsbA-DsbB, za wprowadzanie mostków disiarczkowych odpowiedzialna jest dimeryczna oksydaza DsbK, kodowane jest również DsbI – homolog CjDsbI. Oddziaływania pomiędzy białkami zostały na rysunku przedstawione w postaci strzałek; przerywaną szarą linią zaznaczono potencjalne oddziaływania, które nie zostały udowodnione w eksperymentach in vivo/ in vitro.

Ryc. 3.

Topologia DsbB w błonie

Porównanie białek DsbB oddziałujących z białkami DsbA, zaliczanymi do różnych klas – por. rozdział 3 (Escherichia coli – klasa Ia; Burkholderia pseudomallei – klasa Ib; Wolbachia pipientis – klasa II; Campylobacter jejuni – ?). Przewidywania topologii białek DsbB w błonie wykonano z wykorzystaniem programu Protter (http://wlab.ethz.ch/protter/#) [48]. Reszty cysteinowe w obrębie białek zostały zaznaczone kolorem ciemnoszarym. Sekwencje aminokwasowe wytypowane jako motywy biorące udział w oddziaływaniu z białkiem DsbA zaznaczono kolorem jasnoszarym.

Dimeryczne białka o aktywności oksydacyjnej

W komórkach niektórych gatunków mikroorganizmów funkcjonują dimeryczne tiolowe oksydoreduktazy, o strukturach zbliżonych do EcDsbC lub EcDsbG, ale odgrywające role w generowaniu mostków disiarczkowych. Niektóre z nich są enzymami dwufunkcyjnymi, funkcjonują zarówno jako oksydazy reszt cysteinowych jak i izomerazy, często zależnie od tła genetycznego. W świecie mikroorganizmów spotykamy gatunki gdzie tego typu oksydazy funkcjonują razem z typowymi monomerycznymi DsbA (np. rodzaj Campylobater czy Legionella pneumophila ) oraz gatunki w komórkach których są one jedynymi enzymami utleniającymi reszty cysteinowe (np. Helicobacter pylori).

Campylobacter i Helicobacter to przedstawiciele klasy Epsilonproteobacteria, mikroorganizmy będące ludzkimi patogenami. Infekcja Campylobacter jejuni skutkuje stanami zapalnymi jelit. Helicobater pylori jest czynnikiem etiologicznym poważnych objawów cho robo wych górnego odcinka przewodu pokarmowego takich jak – stan zapalny błony śluzowej żołądka, choroba wrzodowa żołądka/dwunastnicy czy choroba nowotworowa. Rodzaj symptomów chorobowych jest zależny od genotypu szczepu patogenu, genotypu gospodarza oraz czynników środowiskowych.

W proteomie H. pylori nie stwierdzono ani obecności białek DsbA/DsbB ani DsbC/DsbD. Zidentyfikowano 149 białek zawierających motyw CXXC, ale tylko cztery z nich posiadają charakterystyczny zwój tioredoksynowy, a więc należą do klasy tiolowych oksydoreduktaz. Dwa z nich to cytoplazmatyczne tioredoksyny a dwa (HP0231 i HP0377) to białka pozacytoplazmatyczne. [30]. Ich struktura została rozwiązana [64, 65]. HP0377 jest nietypowym białkiem CcmG (cytochrome c maturation), które poza zdolnością do redukcji apocytochromu c, w testach in vitro wykazuje aktywność izomeryzacyjną. HP0377 utrzymywane jest w stanie zredukowanym przez błonowe białko HP0265 – CcdA, będące skróconą wersją klasycznego DsbD [54]. HP0231 to dimeryczna oksydoreduktaza odpowiedzialna za generowanie mostków disiarczkowych i wpływająca na wiele aspektów procesu wirulencji. W proteomie H. pylori obecne jest dodatkowo białko HP0595 (DsbI) – nietypowy homolog EcDsbB – o dokładnie nieokreślonej funkcji.

HP0231 (DsbK) o strukturze zbliżonej, ale nie identycznej jak EcDsbG, posiada domenę katalityczną charakterystyczną dla klasy DsbA-II, z motywem aktywnym identycznym jak EcDsbA (CPHC sparowany z VcP). Obecność domeny dimeryzacyjnej warunkuje aktywność enzymu w komórkach naturalnego gospodarza. Eksperymenty mutagenezy specyficznej co do miejsca analizujące aminokwasy centrum katalitycznego wykazały, że zamiana waliny na treoninę w tzw. pętli prolinowej (VcP na TcP) całkowicie znosi aktywność białka [7, 9, 41, 55]. Proces reutleniania HP0231 nadal jest niejasny. System Dsb ma istotny wpływ na procesy wirulencji H. pylori. Brak białka HP0595 w znaczący sposób obniża poziom kolonizacji błony śluzowej żołądka myszy [16]. Szczep H. pylori zmutowany w genie hp0231 charakteryzuje się obniżonym poziomem translokacji do komórek eukariotycznych białka CagA, głównej determinanty procesu nowotworzenia [67]. Celem działania HP0231 jest między innym białko błony zewnętrznej HopQ zawierające trzy mostki disiarczkowe. HopQ jest adhezyną H. pylori rozpoznająca na powierzchni komórek eukariotycznych cząsteczki CEACAM (carcinoembrionic antigen-related cell adhesion molecule) [29, 32]. Brak HopQ lub jego zmieniona struktura w znaczący sposób hamuje proces translokacji CagA oraz indukcję szlaków przekazywania sygnałów [19].

WHO zaklasyfikowało H. pylori jako jeden z 12 ludzkich patogenów przeciwko któremu niezbędne jest szybkie opracowanie nowych leków. HP0231 ze względu na istotny wpływ na proces wirulencji, nietypową strukturę oraz peryplazmatyczną lokalizację spełnia wymagania stawiane celom terapii antybakteryjnych. Potencjalne inhibitory HP0231 nie powinny hamować aktywności białek Dsb innych gatunków bakterii wchodzących w skład ludzkiej mikrobiota jak i nie powinny mieć wpływu na funkcjonowanie systemu wprowadzania mostków disiarczkowych funkcjonujących w komórkach eukariotycznych. Badania dotyczące wykorzystania białek systemu Dsb E. coli jako celów terapeutycznych są prowadzone w kilku światowych laboratoriach [15, 39, 58].

Szlak oksydacyjny Dsb C. jejuni jest bardziej złożony niż ten obecny w komórkach modelowej bakterii E. coli K-12. W zależności od szczepu, wyróżnia się w nim trzy lub cztery enzymy. Dwa z nich (DsbB i DsbI) zlokalizowane są w błonie wewnętrznej, jeden lub dwa w peryplazmie (DsbA1 i DsbA2). Dodatkowo analizy in silico wytypowały dwa homologii białek E. coli szlaku izomeryzacyjnego: C8J_1298 i C8J_0565 – podane numery dotyczą genomu szczepu C. jejuni 81116 (odpowiednio homologii EcDsbC i EcDsbD). Oksydoreduktazy CjDsbA1 i CjDsbA2 posiadają klasyczne sekwencje sygnałowe, które zapewniają ich transport przez błonę cytoplazmatyczną do peryplazmy. Identyczność sekwencji aminokwasowych pomiędzy CjDsbA1 i CjDsbA2 wynosi 47%. Białka te, wykazują odpowiednio 24% i 28% identyczności sekwencji aminokwasowych z EcDsbA oraz 28,5% i 39% z EcDsbL. Różnice pomiędzy nimi jak i między DsbA C. jejuni a DsbA E. coli dotyczą centrów aktywnych oraz struktur tych oksydoreduktaz. Reszta izoleucyny w aktywnym motywie CIHC CjDsbA1 zastąpiona jest resztą treoninową (CTHC) CjDsbA2. Zatem te motywy, są różne od motywu EcDsbA (CPHC) i EcDsbL (CPFC). W obydwu CjDsbA pętla cis-Pro, poprzedzona jest resztą treoniny (tworzącej motyw TcP), w przeciwieństwie do reszty waliny (motyw VcP) obecnej w EcDsbA i EcDsbL. Modelowanie strukturalne wskazuje, że oba CjDsbA1 i CjDsbA2 są zbliżone bardziej do EcDsbL, niż do EcDsbA, choć istnieją istotne różnice strukturalne między nimi. Odpowiednikiem EcDsbL jest raczej CjDsbA2. Różnice strukturalne pomiędzy oksydo reduktazami CjDsbA wpływają na cechy fenotypowe bakterii warunkowane aktywnością tych enzymów. Substratem CjDsbA1 jest fosfataza alkaliczna CjPhoX, a aktywność CjDsbA2 kluczowa jest dla aktywności sulfotransferazy arylosulfatu CjAstA. Różnice strukturalne pomiędzy CjDsbA1 a CjDsbA2 widoczne są także w ich aktywności w komórkach E. coli. CjDsbA1, w przeciwieństwie do CjDsbA2, komplementuje brak EcDsbA w sposób zależny od EcDsbB. Obie tiolowe oksydoreduktazy są reutleniane przez ten sam błonowy enzym CjDsbB [17]. Rola CjDsbI nie jest wyjaśniona. Udowodniono, że CjDsbI nie oddziałuje ani z CjDsbA1 ani z CjDsbA2, ale odgrywa rolę w obronie komórek przed stresem oksydacyjnym, działa zatem raczej w szlaku redukcyjnym [4, 51]. Nietypowym białkiem Dsb bakterii rodzaju Campylobacter jest produkt genu c8j_1298 (numeracja ze szczepu 81116). Początkowo, na podstawie analiz in silico został on zaklasyfikowany jako izomeraza Dsb, homolog EcDsbC. Rzeczywiście C8J_1298 jest homodimerem wykazującym w testach in vitro cechy zbliżone do EcDsbC. Jednak w komórkach występuje nietypowo zarówno w formie utlenionej jak i zredukowanej, a funkcja tego białka jest uzależniona od tła genetycznego. W komórkach typu dzikiego pełni prawdopodobnie rolę EcDsbG, a przy braku CjDsbA1 jest tiolową oksydoreduktazą o aktywności utleniającej. Filogenetycznie białko C8J_1298 jest spokrewnione bliżej z dimeryczną oksydoreduktazą H. pylori (HP0231) niż EcDsbC [4].

Dimeryczna dwufunkcyjna tiolowa oksydoreduktaza występuje też w komórkach Legionella pneumophila, patogenu górnych dróg oddechowych, czynnika etiologicznego tzw. choroby legionistów. System Dsb tego mikroorganizmu jest wyjątkowo skomplikowany. W genomie L. pneumophila zidentyfikowano dwa geny kodujące oksydoreduktazy tiolowe, oznaczone LpDsbA1 i LpDsbA2, dwa geny kodujące białka homologii EcDsbB oraz dwa geny kodujące homo logii EcDsbD. Monomeryczne LpDsbA1 komplementuje mutację ΔdsbA E. coli, a jego brak w komórkach L. pneumophila nie skutkuje obserwowalną zmianą fenotypu mutanta. Podobnie jak zaobserwowano w wypadku C8J_1298, aktywność LpDsbA2 jest zależna od tła genetycznego. LpDsbA2 w komórkach L. pneumophila odpowiedzialne jest za utlenianie cystein kilku białek, składników IV systemu sekrecji T4SS a w komórkach E. coli funkcjonuje jako izomeraza [28, 33, 34].

Podsumowanie

Badania nad systemami Dsb w komórkach różnych gatunków bakterii przybliżają nas do wprowadzenia nowych terapii antybakteryjnych. W pierwszej kolejności najbardziej prawdopodobne jest wprowadzenie tych terapii przeciwko patogenom posiadającym białka DsbA zaliczane do klasy DsbA-Ia (m.in. EcDsbA, SeDsbA, KpDsbA). Jednak opracowanie terapii wymaga wcześniejszego poznania systemów Dsb działających w komórkach naszej mikroflory. Dodatkowym wyzwaniem jest zaprojektowanie skutecznych metod dostarczania takich leków. Przeprowadzone dotąd badania pokazują, że do tego etapu jeszcze daleka droga.

Ryc. 1.

Struktura białka DsbA pochodzącego z Escherichia coliA) Struktura przestrzenna białka DsbA E. coli (PDB, 1FVK [20]). W kolorze czarnym zaznaczono lokalizację motywów katalitycznych CPHC oraz VcP.(B) Schematyczne ułożenie elementów strukturalnych białka EcDsbA. W ramce zaznaczono domenę tioredoksynową (opis w tekście). β-kartki są reprezentowane przez prostokąty, α-helisy – przez faliste czworokąty.
Struktura białka DsbA pochodzącego z Escherichia coliA) Struktura przestrzenna białka DsbA E. coli (PDB, 1FVK [20]). W kolorze czarnym zaznaczono lokalizację motywów katalitycznych CPHC oraz VcP.(B) Schematyczne ułożenie elementów strukturalnych białka EcDsbA. W ramce zaznaczono domenę tioredoksynową (opis w tekście). β-kartki są reprezentowane przez prostokąty, α-helisy – przez faliste czworokąty.

Ryc. 2.

Oddziaływania pomiędzy białkami DsbA i DsbBPrzykłady dotyczące wybranych gatunków bakterii Gram-ujemnych. Za wprowadzanie mostków disiarczkowych w komórkach Escherichia coli K12 odpowiedzialne jest monomeryczne białko DsbA oraz reutleniające je błonowe białko DsbB; w komórkach uropatogennych szczepów E. coli (UPEC) funkcjonuje dodatkowa para białek DsbL-DsbI. Pseudomonas aeruginosa koduje dwa białka DsbA (DsbA1, DsbA2) oraz dwa błonowe DsbB (DsbB1, DsbB2). W komórkach Neisseria meningitidis kodowane są trzy białka DsbA (DsbA1, DsbA2, DsbA3) oraz tylko jedno białko DsbB. Dwa białka DsbA (DsbA1, DsbA2) oraz dwa błonowe białka DsbB i DsbI kodowane są w genomie Campylobacter jejuni 81116. DsbI kodowane w genomie C. jejuni 81116 oraz w genomie UPEC to dwa różne białka [49]. Oprócz monomerycznych białek DsbA1/2 we wprowadzanie mostków disiarczkowych zaangażowana jest także dimeryczna oksydoreduktaza C8J_1298, która oddziałuje zarówno z białkami DsbB, DsbI jaki i białkiem szlaku izomeryzacji redukcji – DsbD. W komórkach Legionella pneumophila kodowane są monemeryczne DsbA1, dimeryczne DsbA2 a także dwa DsbB (DsbB1, DsbB2) oraz dwa DsbD (DsbD1, DsbD2). Helicobacter pylori nie koduje w genomie klasycznej pary białek DsbA-DsbB, za wprowadzanie mostków disiarczkowych odpowiedzialna jest dimeryczna oksydaza DsbK, kodowane jest również DsbI – homolog CjDsbI. Oddziaływania pomiędzy białkami zostały na rysunku przedstawione w postaci strzałek; przerywaną szarą linią zaznaczono potencjalne oddziaływania, które nie zostały udowodnione w eksperymentach in vivo/ in vitro.
Oddziaływania pomiędzy białkami DsbA i DsbBPrzykłady dotyczące wybranych gatunków bakterii Gram-ujemnych. Za wprowadzanie mostków disiarczkowych w komórkach Escherichia coli K12 odpowiedzialne jest monomeryczne białko DsbA oraz reutleniające je błonowe białko DsbB; w komórkach uropatogennych szczepów E. coli (UPEC) funkcjonuje dodatkowa para białek DsbL-DsbI. Pseudomonas aeruginosa koduje dwa białka DsbA (DsbA1, DsbA2) oraz dwa błonowe DsbB (DsbB1, DsbB2). W komórkach Neisseria meningitidis kodowane są trzy białka DsbA (DsbA1, DsbA2, DsbA3) oraz tylko jedno białko DsbB. Dwa białka DsbA (DsbA1, DsbA2) oraz dwa błonowe białka DsbB i DsbI kodowane są w genomie Campylobacter jejuni 81116. DsbI kodowane w genomie C. jejuni 81116 oraz w genomie UPEC to dwa różne białka [49]. Oprócz monomerycznych białek DsbA1/2 we wprowadzanie mostków disiarczkowych zaangażowana jest także dimeryczna oksydoreduktaza C8J_1298, która oddziałuje zarówno z białkami DsbB, DsbI jaki i białkiem szlaku izomeryzacji redukcji – DsbD. W komórkach Legionella pneumophila kodowane są monemeryczne DsbA1, dimeryczne DsbA2 a także dwa DsbB (DsbB1, DsbB2) oraz dwa DsbD (DsbD1, DsbD2). Helicobacter pylori nie koduje w genomie klasycznej pary białek DsbA-DsbB, za wprowadzanie mostków disiarczkowych odpowiedzialna jest dimeryczna oksydaza DsbK, kodowane jest również DsbI – homolog CjDsbI. Oddziaływania pomiędzy białkami zostały na rysunku przedstawione w postaci strzałek; przerywaną szarą linią zaznaczono potencjalne oddziaływania, które nie zostały udowodnione w eksperymentach in vivo/ in vitro.

Ryc. 3.

Topologia DsbB w błoniePorównanie białek DsbB oddziałujących z białkami DsbA, zaliczanymi do różnych klas – por. rozdział 3 (Escherichia coli – klasa Ia; Burkholderia pseudomallei – klasa Ib; Wolbachia pipientis – klasa II; Campylobacter jejuni – ?). Przewidywania topologii białek DsbB w błonie wykonano z wykorzystaniem programu Protter (http://wlab.ethz.ch/protter/#) [48]. Reszty cysteinowe w obrębie białek zostały zaznaczone kolorem ciemnoszarym. Sekwencje aminokwasowe wytypowane jako motywy biorące udział w oddziaływaniu z białkiem DsbA zaznaczono kolorem jasnoszarym.
Topologia DsbB w błoniePorównanie białek DsbB oddziałujących z białkami DsbA, zaliczanymi do różnych klas – por. rozdział 3 (Escherichia coli – klasa Ia; Burkholderia pseudomallei – klasa Ib; Wolbachia pipientis – klasa II; Campylobacter jejuni – ?). Przewidywania topologii białek DsbB w błonie wykonano z wykorzystaniem programu Protter (http://wlab.ethz.ch/protter/#) [48]. Reszty cysteinowe w obrębie białek zostały zaznaczone kolorem ciemnoszarym. Sekwencje aminokwasowe wytypowane jako motywy biorące udział w oddziaływaniu z białkiem DsbA zaznaczono kolorem jasnoszarym.

Arts I.S., Collet J.F. i wsp.: Dissecting the machinery that introduces disulfide bonds in Pseudomonas aeruginosa. mBio. 4, e00912-00913 (2013)ArtsI.S.ColletJ.F.i wsp.: Dissecting the machinery that introduces disulfide bonds in Pseudomonas aeruginosa. mBio4e0091200913201310.1128/mBio.00912-13Search in Google Scholar

Bader M.W., Hiniker A., Regeimbal J., Goldstone D., Haebel P.W., Riemer J., Metcalf P., Bardwell J.C.: Turning a disulfide isomerase into an oxidase: DsbC mutants that imitate DsbA. EMBO J. 20, 1555–1562 (2001)BaderM.W.HinikerA.RegeimbalJ.GoldstoneD.HaebelP.W.RiemerJ.MetcalfP.BardwellJ.C.Turning a disulfide isomerase into an oxidase: DsbC mutants that imitate DsbAEMBO J.2015551562200110.1093/emboj/20.7.1555Search in Google Scholar

Banas A.M., Bocian-Ostrzycka K.M., Jagusztyn-Krynicka E.K.: Engineering of the Dsb (disulfide bond) proteins – contribution towards understanding their mechanism of action and their applications in biotechnology and medicine. Crit. Rev. Microbiol. 45, 433–450 (2019)BanasA.M.Bocian-OstrzyckaK.M.Jagusztyn-KrynickaE.K.Engineering of the Dsb (disulfide bond) proteins – contribution towards understanding their mechanism of action and their applications in biotechnology and medicineCrit. Rev. Microbiol.45433450201910.1080/1040841X.2019.1622509Search in Google Scholar

Banas A.M., Bocian-Ostrzycka K.M., Plichta M., Dunin-Horkawicz S., Ludwiczak J., Placzkiewicz J., Jagusztyn-Krynicka E.K.: C8J_1298, a bifunctional thiol oxidoreductase of Campylobacter jejuni, affects Dsb (disulfide bond) network functioning. PLoS One, 15, e0230366 (2020)BanasA.M.Bocian-OstrzyckaK.M.PlichtaM.Dunin-HorkawiczS.LudwiczakJ.PlaczkiewiczJ.Jagusztyn-KrynickaE.K.C8J_1298, a bifunctional thiol oxidoreductase of Campylobacter jejuni, affects Dsb (disulfide bond) network functioningPLoS One15e0230366202010.1371/journal.pone.0230366Search in Google Scholar

Bardwell J.C., McGovern K., Beckwith J.: Identification of a protein required for disulfide bond formation in vivo. Cell, 67, 581–589 (1991)BardwellJ.C.McGovernK.BeckwithJ.Identification of a protein required for disulfide bond formation in vivo. Cell67581589199110.1016/0092-8674(91)90532-4Search in Google Scholar

Bocian-Ostrzycka K.M., Grzeszczuk M.J., Banas A.M., Jagusztyn-Krynicka E.K.: Bacterial thiol oxidoreductases – from basic research to new antibacterial strategies. Appl. Microbiol. Biotechnol. 101, 3977–3989 (2017)Bocian-OstrzyckaK.M.GrzeszczukM.J.BanasA.M.Jagusztyn-KrynickaE.K.Bacterial thiol oxidoreductases – from basic research to new antibacterial strategiesAppl. Microbiol. Biotechnol.10139773989201710.1007/s00253-017-8291-8540384928409380Search in Google Scholar

Bocian-Ostrzycka K.M., Grzeszczuk M.J., Banas A.M., Jastrzab K., Pisarczyk K., Kolarzyk A., Lasica A.M., Collet J.F., Jagusztyn-Krynicka E.K.: Engineering of Helicobacter pylori Dimeric Oxidoreductase DsbK (HP0231). Front. Microbiol. 7, 1158 (2016)Bocian-OstrzyckaK.M.GrzeszczukM.J.BanasA.M.JastrzabK.PisarczykK.KolarzykA.LasicaA.M.ColletJ.F.Jagusztyn-KrynickaE.K.Engineering of Helicobacter pylori Dimeric Oxidoreductase DsbK (HP0231)Front. Microbiol71158201610.3389/fmicb.2016.01158496024127507968Search in Google Scholar

Bocian-Ostrzycka K.M., Grzeszczuk M.J., Dziewit L., Jagusztyn-Krynicka E.K.: Diversity of the Epsilonproteobacteria Dsb (disulfide bond) systems. Front. Microbiol. 6, 570 (2015)Bocian-OstrzyckaK.M.GrzeszczukM.J.DziewitL.Jagusztyn-KrynickaE.K.Diversity of the Epsilonproteobacteria Dsb (disulfide bond) systemsFront. Microbiol6570201510.3389/fmicb.2015.00570446055826106374Search in Google Scholar

Bocian-Ostrzycka K.M., Lasica A.M., Dunin-Horkawicz S., Grzeszczuk M.J., Drabik K., Dobosz A.M., Godlewska R., Nowak E., Collet J.F., Jagusztyn-Krynicka E.K.: Functional and evolutionary analyses of Helicobacter pylori HP0231 (DsbK) protein with strong oxidative and chaperone activity characterized by a highly diverged dimerization domain. Front. Microbiol. 6, 1065 (2015)Bocian-OstrzyckaK.M.LasicaA.M.Dunin-HorkawiczS.GrzeszczukM.J.DrabikK.DoboszA.M.GodlewskaR.NowakE.ColletJ.F.Jagusztyn-KrynickaE.K.Functional and evolutionary analyses of Helicobacter pylori HP0231 (DsbK) protein with strong oxidative and chaperone activity characterized by a highly diverged dimerization domainFront. Microbiol61065201510.3389/fmicb.2015.01065459712826500620Search in Google Scholar

Christensen S., Groftehauge M.K., Byriel K., Huston W.M., Furlong E., Heras B., Martin J.L., McMahon R.M.: Structural and biochemical characterization of Chlamydia trachomatis DsbA reveals a cysteine-rich and weakly oxidising oxidoreductase. PLoS One, 11, e0168485 (2016)ChristensenS.GroftehaugeM.K.ByrielK.HustonW.M.FurlongE.HerasB.MartinJ.L.McMahonR.M.Structural and biochemical characterization of Chlamydia trachomatis DsbA reveals a cysteine-rich and weakly oxidising oxidoreductasePLoS One11e0168485201610.1371/journal.pone.0168485519344028030602Search in Google Scholar

Collet J.F., Riemer J., Bader M.W., Bardwell J.C.: Reconstitution of a disulfide isomerization system. J. Biol. Chem. 277, 26886–26892 (2002)ColletJ.F.RiemerJ.BaderM.W.BardwellJ.C.Reconstitution of a disulfide isomerization systemJ. Biol. Chem.2772688626892200210.1074/jbc.M20302820012004064Search in Google Scholar

Daniels R., Mellroth P., Bernsel A., Neiers F., Normark S., von Heijne G., Henriques-Normark B.: Disulfide bond formation and cysteine exclusion in Gram-positive bacteria. J. Biol. Chem. 285, 3300–3309 (2010)DanielsR.MellrothP.BernselA.NeiersF.NormarkS.von HeijneG.Henriques-NormarkB.Disulfide bond formation and cysteine exclusion in Gram-positive bacteriaJ. Biol. Chem.28533003309201010.1074/jbc.M109.081398282343219940132Search in Google Scholar

Denoncin K., Collet J.F.: Disulfide bond formation in the bacterial periplasm: major achievements and challenges ahead. Antioxid. Redox. Signal. 19, 63–71 (2013)DenoncinK.ColletJ.F.Disulfide bond formation in the bacterial periplasm: major achievements and challenges aheadAntioxid. Redox. Signal.196371201310.1089/ars.2012.4864367665722901060Search in Google Scholar

Depuydt M., Leonard S.E., Vertommen D., Denoncin K., Morsomme P., Wahni K., Messens J., Carroll K.S., Collet J.F.: A periplasmic reducing system protects single cysteine residues from oxidation. Science, 326, 1109–1111 (2009)DepuydtM.LeonardS.E.VertommenD.DenoncinK.MorsommeP.WahniK.MessensJ.CarrollK.S.ColletJ.F.A periplasmic reducing system protects single cysteine residues from oxidationScience32611091111200910.1126/science.117955719965429Search in Google Scholar

Duprez W., Premkumar L., Halili M.A., Lindahl F., Reid R.C., Fairlie D.P., Martin J.L.: Peptide inhibitors of the Escherichia coli DsbA oxidative machinery essential for bacterial virulence. J. Med. Chem. 58, 577–587 (2015)DuprezW.PremkumarL.HaliliM.A.LindahlF.ReidR.C.FairlieD.P.MartinJ.L.Peptide inhibitors of the Escherichia coli DsbA oxidative machinery essential for bacterial virulenceJ. Med. Chem.58577587201510.1021/jm500955s25470204Search in Google Scholar

Godlewska R., Dzwonek A., Mikula M., Ostrowski J., Pawlowski M., Bujnicki J.M., Jagusztyn-Krynicka E.K.: Helicobacter pylori protein oxidation influences the colonization process. Int. J. Med. Microbiol. 296, 321–324 (2006)GodlewskaR.DzwonekA.MikulaM.OstrowskiJ.PawlowskiM.BujnickiJ.M.Jagusztyn-KrynickaE.K.Helicobacter pylori protein oxidation influences the colonization processInt. J. Med. Microbiol.296321324200610.1016/j.ijmm.2005.11.01016545604Search in Google Scholar

Grabowska A.D., Jagusztyn-Krynicka E.K. i wsp.: Functional and bioinformatics analysis of two Campylobacter jejuni homologs of the thiol-disulfide oxidoreductase, DsbA. PLoS One, 9, e106247 (2014)GrabowskaA.D.Jagusztyn-KrynickaE.K.i wsp.: Functional and bioinformatics analysis of two Campylobacter jejuni homologs of the thiol-disulfide oxidoreductase, DsbAPLoS One9e106247201410.1371/journal.pone.0106247415223525181355Search in Google Scholar

Grimshaw J.P., Stirnimann C.U., Brozzo M.S., Malojcic G., Grutter M.G., Capitani G., Glockshuber R.: DsbL and DsbI form a specific dithiol oxidase system for periplasmic arylsulfate sulfotransferase in uropathogenic Escherichia coli. J. Mol. Biol. 380, 667–680 (2008)GrimshawJ.P.StirnimannC.U.BrozzoM.S.MalojcicG.GrutterM.G.CapitaniG.GlockshuberR.DsbL and DsbI form a specific dithiol oxidase system for periplasmic arylsulfate sulfotransferase in uropathogenicEscherichia coli. J. Mol. Biol.380667680200810.1016/j.jmb.2008.05.03118565543Search in Google Scholar

Grzeszczuk M.J., Bocian-Ostrzycka K.M., Banas A.M., Roszczenko-Jasinska P., Malinowska A., Stralova H., Haas R., Meyer T.F., Jagusztyn-Krynicka E.K.: Thioloxidoreductase HP0231 of Helicobacter pylori impacts HopQ-dependent CagA translocation. Int. J. Med. Microbiol. 308, 977–985 (2018)GrzeszczukM.J.Bocian-OstrzyckaK.M.BanasA.M.Roszczenko-JasinskaP.MalinowskaA.StralovaH.HaasR.MeyerT.F.Jagusztyn-KrynickaE.K.Thioloxidoreductase HP0231 of Helicobacter pylori impacts HopQ-dependent CagA translocationInt. J. Med. Microbiol.308977985201810.1016/j.ijmm.2018.08.00230131271Search in Google Scholar

Guddat L.W., Bardwell J.C., Zander T., Martin J.L.: The uncharged surface features surrounding the active site of Escherichia coli DsbA are conserved and are implicated in peptide binding. Protein Sci. 6, 1148–1156 (1997)GuddatL.W.BardwellJ.C.ZanderT.MartinJ.L.The uncharged surface features surrounding the active site of Escherichia coli DsbA are conserved and are implicated in peptide bindingProtein Sci.611481156199710.1002/pro.556006060321437129194175Search in Google Scholar

Heras B., Edeling M.A., Schirra H.J., Raina S., Martin J.L.: Crystal structures of the DsbG disulfide isomerase reveal an unstable disulfide. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 101, 8876–8881 (2004)HerasB.EdelingM.A.SchirraH.J.RainaS.MartinJ.L.Crystal structures of the DsbG disulfide isomerase reveal an unstable disulfideProc. Natl. Acad. Sci. USA10188768881200410.1073/pnas.0402769101Search in Google Scholar

Heras B., Totsika M., Jarrott R., Shouldice S.R., Guncar G., Achard M.E., Wells T.J., Argente M.P., McEwan A.G., Schembri M.A.: Structural and functional characterization of three DsbA paralogues from Salmonella enterica serovar typhimurium. J. Biol. Chem. 285, 18423–18432 (2010)HerasB.TotsikaM.JarrottR.ShouldiceS.R.GuncarG.AchardM.E.WellsT.J.ArgenteM.P.McEwanA.G.SchembriM.A.Structural and functional characterization of three DsbA paralogues from Salmonella enterica serovar typhimuriumJ. Biol. Chem.2851842318432201010.1074/jbc.M110.101360Search in Google Scholar

Inaba K., Ito K.: Structure and mechanisms of the DsbB-DsbA disulfide bond generation machine. Biochim. Biophys. Acta. 1783, 520–529 (2008)InabaK.ItoK.Structure and mechanisms of the DsbB-DsbA disulfide bond generation machineBiochim. Biophys. Acta.1783520529200810.1016/j.bbamcr.2007.11.006Search in Google Scholar

Inaba K., Murakami S., Nakagawa A., Iida H., Kinjo M., Ito K., Suzuki M.: Dynamic nature of disulphide bond formation catalysts revealed by crystal structures of DsbB. EMBO J. 28, 779–791 (2009)InabaK.MurakamiS.NakagawaA.IidaH.KinjoM.ItoK.SuzukiM.Dynamic nature of disulphide bond formation catalysts revealed by crystal structures of DsbBEMBO J.28779791200910.1038/emboj.2009.21Search in Google Scholar

Inaba K., Murakami S., Suzuki M., Nakagawa A., Yamashita E., Okada K., Ito K.: Crystal structure of the DsbB-DsbA complex reveals a mechanism of disulfide bond generation. Cell, 127, 789–801 (2006)InabaK.MurakamiS.SuzukiM.NakagawaA.YamashitaE.OkadaK.ItoK.Crystal structure of the DsbB-DsbA complex reveals a mechanism of disulfide bond generationCell127789801200610.1016/j.cell.2006.10.034Search in Google Scholar

Ireland P.M., McMahon R.M., Marshall L.E., Halili M., Furlong E., Tay S., Martin J.L., Sarkar-Tyson M.: Disarming Burk holderia pseudomallei: structural and functional characterization of a disulfide oxidoreductase (DsbA) required for virulence in vivo. Antioxid. Redox Sign. 20, 606–617 (2014)IrelandP.M.McMahonR.M.MarshallL.E.HaliliM.FurlongE.TayS.MartinJ.L.Sarkar-TysonM.Disarming Burk holderia pseudomallei: structural and functional characterization of a disulfide oxidoreductase (DsbA) required for virulence in vivo. Antioxid. Redox Sign206066172014Search in Google Scholar

Jagusztyn-Krynicka E. K. Banaś A.M., Grzeszczuk M. J.: Strategie badań tiolowych oksydoreduktaz. Post. Mikrobiol. 56, 326–334 (2017)Jagusztyn-KrynickaE. K.BanaśA.M.GrzeszczukM. J.Strategie badań tiolowych oksydoreduktazPost. Mikrobiol.563263342017Search in Google Scholar

Jameson-Lee M., Garduno R.A., Hoffman P.S.: DsbA2 (27 kDa Com1-like protein) of Legionella pneumophila catalyses extracyto plasmic disulphide-bond formation in proteins including the Dot/Icm type IV secretion system. Mol. Microbiol. 80, 835–852 (2011)Jameson-LeeM.GardunoR.A.HoffmanP.S.DsbA2 (27 kDa Com1-like protein) of Legionella pneumophila catalyses extracyto plasmic disulphide-bond formation in proteins including the Dot/Icm type IV secretion systemMol. Microbiol.80835852201110.1111/j.1365-2958.2011.07615.xSearch in Google Scholar

Javaheri A., Gerhard M. i wsp.: Helicobacter pylori adhesin HopQ engages in a virulence-enhancing interaction with human CEACAMs. Nat. Microbiol. 2, 16189 (2016)JavaheriA.GerhardM.i wsp.: Helicobacter pylori adhesin HopQ engages in a virulence-enhancing interaction with human CEACAMsNat. Microbiol216189201610.1038/nmicrobiol.2016.189Search in Google Scholar

Kaakoush N.O., Kovach Z., Mendz G.L.: Potential role of thiol: disulfide oxidoreductases in the pathogenesis of Helicobacter pylori. FEMS Immunol. Med. Microbiol. 50, 177–183 (2007)KaakoushN.O.KovachZ.MendzG.L.Potential role of thiol: disulfide oxidoreductases in the pathogenesis of Helicobacter pyloriFEMS Immunol. Med. Microbiol.50177183200710.1111/j.1574-695X.2007.00259.xSearch in Google Scholar

Katzen F., Beckwith J.: Transmembrane electron transfer by the membrane protein DsbD occurs via a disulfide bond cascade. Cell, 103, 769–779 (2000)KatzenF.BeckwithJ.Transmembrane electron transfer by the membrane protein DsbD occurs via a disulfide bond cascadeCell103769779200010.1016/S0092-8674(00)00180-XSearch in Google Scholar

Koniger V., Haas R. i wsp.: Helicobacter pylori exploits human CEACAMs via HopQ for adherence and translocation of CagA. Nat. Microbiol. 2, 16188 (2016)KonigerV.HaasR.i wsp.: Helicobacter pylori exploits human CEACAMs via HopQ for adherence and translocation of CagANat. Microbiol216188201610.1038/nmicrobiol.2016.18827748756Search in Google Scholar

Kpadeh Z.Z., Day S.R., Mills B.W., Hoffman P.S.: Legionella pneumophila utilizes a single-player disulfide-bond oxidoreductase system to manage disulfide bond formation and isomerization. Mol. Microbiol. 95, 1054–1069 (2015)KpadehZ.Z.DayS.R.MillsB.W.HoffmanP.S.Legionella pneumophila utilizes a single-player disulfide-bond oxidoreductase system to manage disulfide bond formation and isomerizationMol. Microbiol.9510541069201510.1111/mmi.12914441517525534767Search in Google Scholar

Kpadeh Z.Z., Jameson-Lee M., Yeh A.J., Chertihin O., Shumilin I.A., Dey R., Day S.R., Hoffman P.S.: Disulfide bond oxido reductase DsbA2 of Legionella pneumophila exhibits protein disulfide isomerase activity. J. Bacteriol. 195, 1825–1833 (2013)KpadehZ.Z.Jameson-LeeM.YehA.J.ChertihinO.ShumilinI.A.DeyR.DayS.R.HoffmanP.S.Disulfide bond oxido reductase DsbA2 of Legionella pneumophila exhibits protein disulfide isomerase activityJ. Bacteriol.19518251833201310.1128/JB.01949-12362456223435972Search in Google Scholar

Kurth F., Duprez W., Premkumar L., Schembri M.A., Fairlie D.P., Martin J.L.: Crystal structure of the dithiol oxidase DsbA enzyme from Proteus mirabilis bound non-covalently to an active site peptide ligand. J. Biol. Chem. 289, 19810–19822 (2014)KurthF.DuprezW.PremkumarL.SchembriM.A.FairlieD.P.MartinJ.L.Crystal structure of the dithiol oxidase DsbA enzyme from Proteus mirabilis bound non-covalently to an active site peptide ligandJ. Biol. Chem.2891981019822201410.1074/jbc.M114.552380409409024831013Search in Google Scholar

Kurth F., Martin, J.L. i wsp.: Comparative sequence, structure and redox analyses of Klebsiella pneumoniae DsbA show that anti-virulence target DsbA enzymes fall into distinct classes. PLoS One, 8, e80210 (2013)KurthF.MartinJ.L.i wsp.: Comparative sequence, structure and redox analyses of Klebsiella pneumoniae DsbA show that anti-virulence target DsbA enzymes fall into distinct classesPLoS One8e80210201310.1371/journal.pone.0080210382819624244651Search in Google Scholar

Kurz M., Iturbe-Ormaetxe I., Jarrott R., Shouldice S.R., Wouters M.A., Frei P., Glockshuber R., O’Neill S.L., Heras B., Martin J.L.: Structural and functional characterization of the oxidoreductase alpha-DsbA1 from Wolbachia pipientis. Antioxid. Redox Sign. 11, 1485–1500 (2009)KurzM.Iturbe-OrmaetxeI.JarrottR.ShouldiceS.R.WoutersM.A.FreiP.GlockshuberR.O’NeillS.L.HerasB.MartinJ.L.Structural and functional characterization of the oxidoreductase alpha-DsbA1 from Wolbachia pipientisAntioxid. Redox Sign.1114851500200910.1089/ars.2008.242019265485Search in Google Scholar

Lafaye C., Iwema T., Carpentier P., Jullian-Binard C., Kroll J.S., Collet J.F., Serre L.: Biochemical and structural study of the homologues of the thiol-disulfide oxidoreductase DsbA in Neisseria meningitidis. J. Mol. Biol. 392, 952–966 (2009)LafayeC.IwemaT.CarpentierP.Jullian-BinardC.KrollJ.S.ColletJ.F.SerreL.Biochemical and structural study of the homologues of the thiol-disulfide oxidoreductase DsbA in Neisseria meningitidisJ. Mol. Biol.392952966200910.1016/j.jmb.2009.07.05619631659Search in Google Scholar

Landeta C., Boyd D. i wsp.: Compounds targeting disulfide bond forming enzyme DsbB of Gram-negative bacteria. Nat. Chem. Biol. 11, 292–298 (2015)LandetaC.BoydD.i wsp.: Compounds targeting disulfide bond forming enzyme DsbB of Gram-negative bacteriaNat. Chem. Biol.11292298201510.1038/nchembio.1752436628125686372Search in Google Scholar

Landeta C., Boyd D., Beckwith J.: Disulfide bond formation in prokaryotes. Nat. Microbiol. 3, 270–280 (2018)LandetaC.BoydD.BeckwithJ.Disulfide bond formation in prokaryotesNat. Microbiol.3270280201810.1038/s41564-017-0106-229463925Search in Google Scholar

Lester J., Kichler S., Oickle B., Fairweather S., Oberc A., Chahal J., Ratnayake D., Creuzenet C.: Characterization of Helicobacter pylori HP0231 (DsbK): role in disulfide bond formation, redox homeostasis and production of Helicobacter cystein-rich protein HcpE. Mol. Microbiol. 96, 110–133 (2015)LesterJ.KichlerS.OickleB.FairweatherS.ObercA.ChahalJ.RatnayakeD.CreuzenetC.Characterization of Helicobacter pylori HP0231 (DsbK): role in disulfide bond formation, redox homeostasis and production of Helicobacter cystein-rich protein HcpEMol. Microbiol96110133201510.1111/mmi.1292325582190Search in Google Scholar

Lin D., Kim B., Slauch J.M.: DsbL and DsbI contribute to periplasmic disulfide bond formation in Salmonella enterica serovar Typhimurium. Microbiology, 155, 4014–4024 (2009)LinD.KimB.SlauchJ.M.DsbL and DsbI contribute to periplasmic disulfide bond formation in Salmonella enterica serovar TyphimuriumMicrobiology15540144024200910.1099/mic.0.032904-0288942019797361Search in Google Scholar

Manta B., Boyd D., Berkmen M.: Disulfide bond formation in the periplasm of Escherichia coli. EcoSal Plus, 8, DOI: 10.1128/ecosalplus.ESP-0012-2018 (2019)MantaB.BoydD.BerkmenM.Disulfide bond formation in the periplasm of Escherichia coliEcoSal Plus8DOI:10.1128/ecosalplus.ESP-0012-2018201930761987Apri DOISearch in Google Scholar

Martin J.L., Bardwell J.C., Kuriyan J.: Crystal structure of the DsbA protein required for disulphide bond formation in vivo. Nature, 365, 464–468 (1993)MartinJ.L.BardwellJ.C.KuriyanJ.Crystal structure of the DsbA protein required for disulphide bond formation in vivoNature365464468199310.1038/365464a08413591Search in Google Scholar

McCarthy A.A., Haebel P.W., Torronen A., Rybin V., Baker E.N., Metcalf P.: Crystal structure of the protein disulfide bond isomerase, DsbC, from Escherichia coli. Nat. Struct. Biol. 7, 196–199 (2000)McCarthyA.A.HaebelP.W.TorronenA.RybinV.BakerE.N.MetcalfP.Crystal structure of the protein disulfide bond isomerase, DsbC, from Escherichia coliNat. Struct. Biol.7196199200010.1038/7329510700276Search in Google Scholar

McMahon R.M., Coincon M., Tay S., Heras B., Morton C.J., Scanlon M.J., Martin J.L.: Sent packing: protein engineering generates a new crystal form of Pseudomonas aeruginosa DsbA1 with increased catalytic surface accessibility. Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 71, 2386–2395 (2015)McMahonR.M.CoinconM.TayS.HerasB.MortonC.J.ScanlonM.J.MartinJ.L.Sent packing: protein engineering generates a new crystal form of Pseudomonas aeruginosa DsbA1 with increased catalytic surface accessibilityActa Crystallogr. D Biol. Crystallogr.7123862395201510.1107/S1399004715018519466728326627647Search in Google Scholar

McMahon R.M., Premkumar L., Martin J.L.: Four structural subclasses of the antivirulence drug target disulfide oxidoreductase DsbA provide a platform for design of subclass-specific inhibitors. Biochim. Biophys. Acta. 1844, 1391–1401 (2014)McMahonR.M.PremkumarL.MartinJ.L.Four structural subclasses of the antivirulence drug target disulfide oxidoreductase DsbA provide a platform for design of subclass-specific inhibitorsBiochim. Biophys. Acta.184413911401201410.1016/j.bbapap.2014.01.01324487020Search in Google Scholar

Omasits U., Ahrens C.H., Muller S., Wollscheid B.: Protter: interactive protein feature visualization and integration with experimental proteomic data. Bioinformatics, 30, 884–886 (2014)OmasitsU.AhrensC.H.MullerS.WollscheidB.Protter: interactive protein feature visualization and integration with experimental proteomic dataBioinformatics,30884886201410.1093/bioinformatics/btt60724162465Search in Google Scholar

Pawlowski M., Lasica A.M., Jagusztyn-Krynicka E.K., Bujnicki J.M.: AAN82231 protein from uropathogenic E. coli CFT073 is a close paralog of DsbB enzymes and does not belong to the DsbI family. Pol. J. Microbiol. 58, 181–184 (2009)PawlowskiM.LasicaA.M.Jagusztyn-KrynickaE.K.BujnickiJ.M.AAN82231 protein from uropathogenic E. coli CFT073 is a close paralog of DsbB enzymes and does not belong to the DsbI familyPol. J. Microbiol.581811842009Search in Google Scholar

Paxman J.J., Scanlon M.J. i wsp.: The structure of the bacterial oxidoreductase enzyme DsbA in complex with a peptide reveals a basis for substrate specificity in the catalytic cycle of DsbA enzymes. J. Biol. Chem. 284, 17835–17845 (2009)PaxmanJ.J.ScanlonM.J.i wsp.: The structure of the bacterial oxidoreductase enzyme DsbA in complex with a peptide reveals a basis for substrate specificity in the catalytic cycle of DsbA enzymesJ. Biol. Chem.2841783517845200910.1074/jbc.M109.011502271942219389711Search in Google Scholar

Raczko A.M., Bujnicki J.M., Pawlowski M., Godlewska R., Lewandowska M., Jagusztyn-Krynicka E.K.: Characterization of new DsbB-like thiol-oxidoreductases of Campylobacter jejuni and Helicobacter pylori and classification of the DsbB family based on phylogenomic, structural and functional criteria. Microbiology. 151, 219–231 (2005)RaczkoA.M.BujnickiJ.M.PawlowskiM.GodlewskaR.LewandowskaM.Jagusztyn-KrynickaE.K.Characterization of new DsbB-like thiol-oxidoreductases of Campylobacter jejuni and Helicobacter pylori and classification of the DsbB family based on phylogenomic, structural and functional criteriaMicrobiology.151219231200510.1099/mic.0.27483-015632440Search in Google Scholar

Reid E., Cole J., Eaves D.J.: The Escherichia coli CcmG protein fulfils a specific role in cytochrome c assembly. Biochem. J. 355, 51–58 (2001)ReidE.ColeJ.EavesD.J.The Escherichia coli CcmG protein fulfils a specific role in cytochrome c assemblyBiochem. J.3555158200110.1042/bj3550051Search in Google Scholar

Roos G., Foloppe N., Messens J.: Understanding the pK(a) of redox cysteines: the key role of hydrogen bonding. Antioxid. Redox. Signal. 18, 94–127 (2013)RoosG.FoloppeN.MessensJ.Understanding the pK(a) of redox cysteines: the key role of hydrogen bondingAntioxid. Redox. Signal.1894127201310.1089/ars.2012.452122746677Search in Google Scholar

Roszczenko P., Grzeszczuk M., Kobierecka P., Wywial E., Urbanowicz P., Wincek P., Nowak E., Jagusztyn-Krynicka E.K.: Helicobacter pylori HP0377, a member of the Dsb family, is an untypical multifunctional CcmG that cooperates with dimeric thioldisulfide oxidase HP0231. BMC Microbiol. 15, 135 (2015)RoszczenkoP.GrzeszczukM.KobiereckaP.WywialE.UrbanowiczP.WincekP.NowakE.Jagusztyn-KrynickaE.K.Helicobacter pylori HP0377, a member of the Dsb family, is an untypical multifunctional CcmG that cooperates with dimeric thioldisulfide oxidase HP0231BMC Microbiol15135201510.1186/s12866-015-0471-z449121026141380Search in Google Scholar

Roszczenko P., Radomska K.A., Wywial E., Collet J.F., Jagusztyn-Krynicka E.K.: A novel insight into the oxidoreductase activity of Helicobacter pylori HP0231 protein. PLoS One, 7, e46563 (2012)RoszczenkoP.RadomskaK.A.WywialE.ColletJ.F.Jagusztyn-KrynickaE.K.A novel insight into the oxidoreductase activity of Helicobacter pylori HP0231 proteinPLoS One7e46563201210.1371/journal.pone.0046563346356123056345Search in Google Scholar

Schierle C.F., Berkmen M., Huber D., Kumamoto C., Boyd D., Beckwith J.: The DsbA signal sequence directs efficient, cotranslational export of passenger proteins to the Escherichia coli periplasm via the signal recognition particle pathway. J. Bacteriol. 185, 5706–5713 (2003)SchierleC.F.BerkmenM.HuberD.KumamotoC.BoydD.BeckwithJ.The DsbA signal sequence directs efficient, cotranslational export of passenger proteins to the Escherichia coli periplasm via the signal recognition particle pathwayJ. Bacteriol.18557065713200310.1128/JB.185.19.5706-5713.200319396413129941Search in Google Scholar

Shouldice S.R., Heras B., Walden P.M., Totsika M., Schembri M.A., Martin J.L.: Structure and function of DsbA, a key bacterial oxidative folding catalyst. Antioxid. Redox. Signal. 14, 1729–1760 (2011)ShouldiceS.R.HerasB.WaldenP.M.TotsikaM.SchembriM.A.MartinJ.L.Structure and function of DsbA, a key bacterial oxidative folding catalystAntioxid. Redox. Signal.1417291760201110.1089/ars.2010.334421241169Search in Google Scholar

Smith R.P., Paxman J.J., Scanlon M.J., Heras B.: Targeting Bacterial Dsb Proteins for the Development of Anti-Virulence Agents. Molecules, 21, DOI: 10.3390/molecules21070811 (2016)SmithR.P.PaxmanJ.J.ScanlonM.J.HerasB.Targeting Bacterial Dsb Proteins for the Development of Anti-Virulence AgentsMolecules21DOI:10.3390/molecules210708112016627389327438817Apri DOISearch in Google Scholar

Totsika M., Vagenas D., Paxman J.J., Wang G., Dhouib R., Sharma P., Martin J.L., Scanlon M.J., Heras B.: Inhibition of Diverse DsbA Enzymes in Multi-DsbA Encoding Pathogens. Antioxid. Redox. Signal. 29, 653–666 (2018)TotsikaM.VagenasD.PaxmanJ.J.WangG.DhouibR.SharmaP.MartinJ.L.ScanlonM.J.HerasB.Inhibition of Diverse DsbA Enzymes in Multi-DsbA Encoding PathogensAntioxid. Redox. Signal.29653666201810.1089/ars.2017.7104606768629237285Search in Google Scholar

Turcot I., Ponnampalam T.V., Bouwman C.W., Martin N.L.: Isolation and characterization of a chromosomally encoded disulphide oxidoreductase from Salmonella enterica serovar Typhimurium. Can. J. Microbiol. 47, 711–721 (2001)TurcotI.PonnampalamT.V.BouwmanC.W.MartinN.L.Isolation and characterization of a chromosomally encoded disulphide oxidoreductase from Salmonella enterica serovar TyphimuriumCan. J. Microbiol.47711721200110.1139/w01-071Search in Google Scholar

Vivian J.P., Scanlon M.J. i wsp: Structure and function of the oxidoreductase DsbA1 from Neisseria meningitidis. J. Mol. Biol. 394, 931–943 (2009)VivianJ.P.ScanlonM.J.i wsp: Structure and function of the oxidoreductase DsbA1 from Neisseria meningitidisJ. Mol. Biol.394931943200910.1016/j.jmb.2009.09.06519815019Search in Google Scholar

Vivian J.P., Scanlon, M.J. i wsp.: Structural and biochemical characterization of the oxidoreductase NmDsbA3 from Neisseria meningitidis. J. Biol. Chem. 283, 32452–32461 (2008)VivianJ.P.ScanlonM.J.i wsp.: Structural and biochemical characterization of the oxidoreductase NmDsbA3 from Neisseria meningitidisJ. Biol. Chem.2833245232461200810.1074/jbc.M80399020018715864Search in Google Scholar

Walden P.M., Heras B., Chen K.E., Halili M.A., Rimmer K., Sharma P., Scanlon M.J., Martin J.L.: The 1.2 A resolution crystal structure of TcpG, the Vibrio cholerae DsbA disulfide-forming protein required for pilus and cholera-toxin production. Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 68, 1290–1302 (2012)WaldenP.M.HerasB.ChenK.E.HaliliM.A.RimmerK.SharmaP.ScanlonM.J.MartinJ.L.The 1.2 A resolution crystal structure of TcpG, the Vibrio cholerae DsbA disulfide-forming protein required for pilus and cholera-toxin productionActa Crystallogr. D Biol. Crystallogr.6812901302201210.1107/S090744491202638822993083Search in Google Scholar

Yoon J.Y., Suh S.W. i wsp.: Structural and functional charac terization of HP0377, a thioredoxin-fold protein from Helicobacter pylori. Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 69, 735–746 (2013)YoonJ.Y.SuhS.W.i wsp.: Structural and functional charac terization of HP0377, a thioredoxin-fold protein from Helicobacter pyloriActa Crystallogr. D Biol. Crystallogr.69735746201310.1107/S090744491300123623633582Search in Google Scholar

Yoon J.Y., Kim J., Lee S.J., Kim H.S., Im H.N., Yoon H.J., Kim K.H., Kim S.J., Han B.W., Suh S.W.: Structural and functional characterization of Helicobacter pylori DsbG. FEBS Lett. 585, 3862–3867 (2011)YoonJ.Y.KimJ.LeeS.J.KimH.S.ImH.N.YoonH.J.KimK.H.KimS.J.HanB.W.SuhS.W.Structural and functional characterization of Helicobacter pylori DsbGFEBS Lett.58538623867201110.1016/j.febslet.2011.10.04222062156Search in Google Scholar

Yu J.: Inactivation of DsbA, but not DsbC and DsbD, affects the intracellular survival and virulence of Shigella flexneri. Infect. Immun. 66, 3909–3917 (1998)YuJ.Inactivation of DsbA, but not DsbC and DsbD, affects the intracellular survival and virulence of Shigella flexneriInfect. Immun.6639093917199810.1128/IAI.66.8.3909-3917.19981084499673279Search in Google Scholar

Zhong Y., Anderl F., Kruse T., Schindele F., Jagusztyn-Krynicka E.K., Fischer W., Gerhard M., Mejias-Luque R.: Helicobacter pylori HP0231 Influences Bacterial Virulence and Is Essential for Gastric Colonization. PLoS One, 11, e0154643 (2016)ZhongY.AnderlF.KruseT.SchindeleF.Jagusztyn-KrynickaE.K.FischerW.GerhardM.Mejias-LuqueR.Helicobacter pylori HP0231 Influences Bacterial Virulence and Is Essential for Gastric ColonizationPLoS One11e0154643201610.1371/journal.pone.0154643485443927138472Search in Google Scholar

Zhou Y., Cierpicki T., Jimenez R.H., Lukasik S.M., Ellena J.F., Cafiso D.S., Kadokura H., Beckwith J., Bushweller J.H.: NMR solution structure of the integral membrane enzyme DsbB: functional insights into DsbB-catalyzed disulfide bond formation. Mol. Cell. 31, 896–908 (2008)ZhouY.CierpickiT.JimenezR.H.LukasikS.M.EllenaJ.F.CafisoD.S.KadokuraH.BeckwithJ.BushwellerJ.H.NMR solution structure of the integral membrane enzyme DsbB: functional insights into DsbB-catalyzed disulfide bond formationMol. Cell.31896908200810.1016/j.molcel.2008.08.028262243518922471Search in Google Scholar

Articoli consigliati da Trend MD

Pianifica la tua conferenza remota con Sciendo