Molekularne mechanizmy działania czynnika transkrypcyjnego FOXN1 w skórze

Skóra jest największym, wysoce zorganizowanym organem ciała; pełni funkcje ochronne, sensoryczne i immunologiczne oraz uczestniczy w komunikacji endokrynnej i neuronalnej [1, 2]. Jest zbudowana z naskórka, tworzącego bezpośrednią barierę oddzielającą organizm od środowiska leżącej poniżej skóry właściwej. Obie warstwy: naskórek i skóra właściwa są oddzielone od siebie błoną podstawną (ryc. 1).

Rycina 1

Naskórek charakteryzuje się budową wielowarstwową; warstwa przylegająca do błony podstawnej to warstwa podstawna (bazalna), po niej następują warstwy: kolczysta, ziarnista i najbardziej zewnętrzna warstwa rogowa. Obecne w warstwie podstawnej (rozrodczej) komórki macierzyste i progenitorowe zapewniają nieustanną zdolność naskórka do odnowy, a nowo powstające keratynocyty opuszczają warstwę podstawną i rozpoczynają migrację w kierunku zewnętrznej powierzchni skóry, ulegając licznym przemianom biochemicznym i morfologicznym. W czasie migracji keratynocyty, regulowane aktywnością czynników transkrypcyjnych, tracą zdolność do proliferacji i przechodzą następujące po sobie stadia różnicowania, tworząc kolejne warstwy naskórka (ryc. 1). Komórki każdej z warstw charakteryzują się ekspresją swoistych markerów, np. keratyny 14 w warstwie podstawnej, keratyny 10 i inwolukryny w warstwie kolczystej (ryc. 1) [3]. Oprócz keratynocytów, głównego budulca naskórka, obecne są w nim również: melanocyty i komórki Langerhansa [4].

W skórze właściwej wyróżnia się zasadniczo trzy warstwy: przyległą do naskórka warstwę brodawkowatą (papillary dermis), warstwę siateczkowatą (reticular dermis) oraz warstwę śródskórnych komórek tłuszczowych (dermal white adipose tissue; dWAT) (ryc. 1). Warstwy: brodawkowata oraz siateczkowata są zbudowane z dwóch typów fibroblastów skóry charakteryzujących się odmienną ekspresję genów [17]. Ta „odmienność” przekłada się na różnice w zdolności do wytwarzania składników macierzy zewnątrzkomórkowej, podziałów komórkowych czy też kurczliwości [6, 7]. Śródskórne komórki tłuszczowe budują najgłębiej położoną warstwę skóry, która od niedawna jest przedmiotem intensywnych badań [8, 9, 10, 11]. Wykazano, że komórki dWAT biorą udział w procesach utrzymania homeostazy skóry, termoregulacji, cyklu wzrostu włosów i gojenia urazów.

W urazach przebiegających z uszkodzeniem skóry najważniejsze jest przywrócenie jej ciągłości jako bariery ochronnej. Proces gojenia uszkodzeń skóry (ran) składa się z nakładających się na siebie etapów: odpowiedzi zapalnej (I), migracji i proliferacji komórkowej (II) oraz przebudowy (III) [4, 12].

Etap I: Do miejsca urazu napływają liczne komórki układu immunologicznego m.in.: neutrofile, makrofagi, limfocyty. Rezultatem ich aktywności jest usunięcie bakterii i szczątków komórkowych w miejscu zranienia oraz uwalnianie licznych mediatorów prozapalnych i wytwarzanie cytokin – czynników, które wpływają na migrację, proliferację i aktywację wielu typów komórek.

Etap II: Odbudowa uszkodzonego naskórka rozpoczyna się już w pierwszej dobie po zranieniu. Keratynocyty warstwy podstawnej naskórka obecne na brzegu rany wydłużają się i zaczynają migrować, stopniowo pokrywając uszkodzony obszar skóry [13, 14]. Migracja komórek wymaga wydzielania licznych enzymów m.in. metaloproteinaz macierzy (MMPs).

Etap III: Stopniowo zaczyna dominować etap przebudowy blizny. Fibroblasty skóry migrujące w miejsce rany i wytwarzające składniki macierzy zewnątrzkomórkowej (w tym kolagen) przekształcają się w bardzo aktywne miofibroblasty, zdolne do obkurczania rany [15]. Początkowo rusztowanie rany stanowi kolagen typu III, następnie jest on częściowo zastępowany przez kolagen typu I. Organizacja włókien kolagenu w bliźnie pozostaje jednak inna niż w pierwotnej tkance. Metaloproteinazy macierzy, aktywne w procesie odbudowy naskórka, są również zaangażowane na tym etapie gojenia, odpowiadając m.in. za organizację włókien kolagenowych. Ostatecznie, gdy miofibroblasty stają się zbędne, są eliminowane w procesie apoptozy. Końcowym efektem naprawczego procesu gojenia urazów skóry jest blizna, której rozmiar i struktura zależy od wielu czynników, m.in. obszaru i miejsca urazu, czynników powodujących uraz, głębokości rany, ale również od osobniczego stanu fizjologicznego, a także etapu rozwoju ontogenicznego (płód, wiek dorosły, wiek starczy) [16, 17, 18]. Innym, niezwykle istotnym czynnikiem w przebiegu procesu gojenia jest hipoksja, czyli zmniejszona dostępność tlenu. Pojawia się w miejscu urazu wskutek wzmożonej aktywności komórek (m.in. stanu zapalnego) i uszkodzenia naczyń krwionośnych, zjawisk prowadzących do ograniczenia podaży tlenu z krwi [19].

Podkreślić należy, że punktem wyjścia kaskady zdarzeń prowadzącej do „zamknięcia” rany jest skoordynowana aktywność regulatorów ekspresji genów – czynników transkrypcyjnych – wśród których są m.in.: FOXN1, FOXO1 i 3, HOXA3, HOXD3, SMAD2, AP-1, OVOL 1 i OVOL 2 [12, 20, 21, 22]. Współdziałają ze sobą, aby kontrolować proliferację, różnicowanie, migrację i apoptozę komórek – procesy, które składają się na przywrócenie homeostazy w przypadku urazu oraz utrzymanie jej w warunkach fizjologicznych [12, 23, 24, 25, 26].

Odmiennym w porównaniu do bliznowego (naprawczego) gojenia, jest proces regeneracji. Częsta u bezkręgowców i niższych kręgowców zdolność regeneracji, u ssaków jest ewenementem. W 1979 r. Rowlatt i wsp. wykazali, że ludzkie płody są zdolne do regeneracji urazów skóry [27], jednak zdolność tą tracą w trzecim trymestrze rozwoju płodowego [28]. Podobnie płody myszy i szczurów są zdolne do regeneracji urazów skóry przez pierwsze dwa trymestry, czyli odpowiednio do 16. i 18. dnia rozwoju płodowego [29]. Mimo licznych badań, które wskazują na potencjalne czynniki sprawcze tej unikatowej zdolności płodów, mechanizm regeneracji nie został w pełni poznany. Jak dotąd wykazano, że to nie środowisko, w którym rozwija się płód, lecz cechy własne (właściwości) regenerującej się skóry, determinują rezultat procesu gojenia [30]. Wspomniane właściwości to różnice na poziomie komórkowym i molekularnym, na które składają się m.in. obniżony poziom odpowiedzi immunologicznej, odmienna charakterystyka fibroblastów (np. różnice w zdolności do migracji czy wytwarzania kolagenu), zmniejszony poziom TGF-β1 i zwiększona ilość kwasu hialuronowego [31, 32].

U dorosłych przedstawicieli ssaków zjawisko regeneracyjnego (bezbliznowego) gojenia urazów skóry zostało opisane jedynie u dwóch reprezentantów tej gromady: myszy pozbawionych aktywności czynnika transkrypcyjnego FOXN1 (myszy Foxn1^-/-) [33, 34, 35] oraz kolcomyszy (Acomys) [36, 37].

Czynnik transkrypcyjny FOXN1 ulega ekspresji wyłącznie w nabłonkach: grasicy oraz skóry [38, 39]. Brak jego aktywności u myszy skutkuje brakiem grasicy (athymic mouse) oraz związanym z tym niedoborem odporności (brak limfocytów T), a także brakiem włosów wyrastających ponad powierzchnię skóry (fenotypowo myszy nagie; nude) [40]. Myszy nagie powstałe w wyniku spontanicznej mutacji w genie kodującym czynnik transkrypcyjny FOXN1 (mutacja ta prowadzi do przedwczesnej terminacji translacji i powstania nieaktywnego białka) są znane już od 1966 r. i powszechnie stosowane w badaniach biomedycznych m.in. nad nowotworami [41]. Brak grasicy oraz limfocytów T, czyli brak odpowiedzi immunologicznej, spowodował, że myszy Foxn1^-/- stały się eksperymentalnym modelem dla przeszczepianych ludzkich komórek nowotworowych [42].

Natomiast zdolność myszy Foxn1^-/- do regeneracyjnego gojenia urazów jest przedmiotem badań od niedawna. Dotychczas wykazano, że ani brak grasicy, ani też niedobór odporności nie są wystarczającymi warunkami sprzyjającymi regeneracji [35]. Wskazano również, że czynnik transkrypcyjny FOXN1 jest włączony w proces gojenia bliznowego (naprawczego), gdyż bierze udział w reepitelializacji (odbudowie naskórka) i EMT – procesach odpowiedzialnych za wytworzenie pourazowej blizny, a także w regulacji dWAT [10, 20, 43]. Zatem przyczyną unikatowej zdolności myszy Foxn1^-/- do gojenia bezbliznowego może być brak aktywnego FOXN1 [35, 44].

Lokalizacja ekspresji FOXN1 w skórze jest ograniczona do naskórka i mieszków włosowych (ryc 2). W naskórku międzymieszkowym (interfollicular epidermis) FOXN1 występuje wyłącznie w populacji pierwszej warstwy komórek kolczystych przyległych bezpośrednio do warstwy podstawnej (warstwa przypodstawna; suprabasal) oraz pojedynczych komórek warstwy podstawnej (bazalnej; basal) (ryc. 1) [20, 43, 45].

Umiejscowienie w warstwie przypodstawnej, czyli w miejscu wczesnych etapów terminalnego różnicowania keratynocytów, koreluje z wykazaną rolą czynnika transkrypcyjnego FOXN1 jako czynnika stymulującego przejście keratynocytów ze stadium proliferacji do stadium postmitotycznego różnicowania [45, 46, 47, 48]. Keratynocyty, wędrując z najgłębiej położonych warstw naskórka: podstawnej i przypodstawnej, przestają wykazywać ekspresję FOXN1 [46, 47, 48]. Dowiedziono, że dodatek Ca²⁺ (induktor różnicowania komórek in vitro) do medium hodowlanego prowadzi do wyraźnej stymulacji ekspresji FOXN1 w keratynocytach. Jednocześnie Li i wsp. (2007 r.) wykazali wzrost ekspresji markerów późnych etapów różnicowania: inwolukryny i filagryny oraz spadek ekspresji markerów wczesnych etapów różnicowania (keratyny 10) w keratynocytach izolowanych z myszy Foxn1^-/- hodowanych in vitro [49]. W ścieżkach sygnałowych, na drodze których FOXN1 kontroluje różnicowanie komórek, uczestniczą: PKC, PI3K i AKT [49, 50, 51, 52, 53]. Wykazano także, że FOXN1 jest zaangażowany w proces pigmentacji. Stymuluje wydzielanie FGF2 biorąc udział w komunikacji między keratynocytami i melanocytami [54]. Jako czynnik transkrypcyjny FOXN1 bezpośrednio reguluje transkrypcję keratyn mHa3 i mHa5 [55, 56].

Podobnie jak inni członkowie rodziny czynników transkrypcyjnych z motywem forkhead/helix winged, FOXN1 zawiera wysoce konserwatywną domenę wiążącą DNA, której sekwencja aminokwasowa wykazuje co najmniej 80% homologii wśród odległych przedstawicieli Metazoa, w tym ludzi [57]. Przypadki fenotypu „nude” u ludzi są niezwykle rzadkie. Doniesienia pochodzące z Włoch (1996 r.) opisują przypadek dwóch sióstr, u których stwierdzono fenotyp nude/ SCID spowodowany brakiem aktywnego czynnika FOXN1 [58]. Konsekwencje braku aktywnego FOXN1 u myszy i ludzi są zbliżone. Należą do nich zaburzenia: keratynizacji, rozwoju mieszków włosowych oraz rozwoju grasicy i związany z tym niedobór limfocytów T [58, 59]. Biorąc powyższe pod uwagę, badania dotyczące FOXN1 prowadzone na modelu mysim mogą bezpośrednio przełożyć się na wiedzę o funkcji tego czynnika transkrypcyjnego u ludzi.

Lee i wsp. (1999 r.) wykazali, że ekspresja FOXN1 w skórze rozpoczyna się u myszy od okolic nosa i pyszczka w 14. dniu rozwoju płodowego i rozszerza się do całej skóry w 16.– 17. dniu rozwoju płodowego [45]. Zatem utrata zdolności do regeneracji urazów skóry u płodów myszy zbiega się z czasem, w którym uaktywnia się ekspresja czynnika transkrypcyjnego FOXN1 [29, 45]. Co niezwykle istotne, brak aktywności FOXN1 jest wspólną właściwością płodów (przez dwa pierwsze trymestry) i zdolnych do regeneracji urazów skóry myszy nagich (Foxn1^-/-). Nasuwają się więc pytania: o znaczenie braku aktywności FOXN1, podobieństwa w ekspresji genów komórek budujących skórę myszy zdolnych do regeneracji i ich powiązanie z FOXN1. W odpowiedzi na postawione pytania przeprowadzono porównanie profili transkryptomicznych metodą sekwencjonowania nowej generacji SOLiD [60]. W doświadczeniach wykorzystano dwa modele regeneracyjnego gojenia urazów skórnych, które łączy brak ekspresji FOXN1: płody myszy w 14. dniu rozwoju (E14 – etap rozwoju charakteryzujący się bezbliznowym gojeniem urazów skóry i brakiem ekspresji FOXN1) oraz dorosłe myszy nagie (Foxn1^-/^-). Modelem przeciwstawnym, czyli modelem gojenia urazów skóry w sposób bliznowy (reperacyjny), były mysie płody w 18. dniu rozwoju (E18 – etap rozwoju charakteryzujący się bliznowym gojeniem urazów skóry i ekspresją FOXN1) oraz dorosłe myszy (Foxn1^+/+). Badania przeprowadzono na myszach o wspólnym podłożu genetycznym (szczep C57BL/6) [60]. Celem takiego postępowania było wykluczenie potencjalnych różnic w ekspresji genów, a w związku z tym różnic w przebiegu naprawczego/bliznowego procesu gojenia wynikających jedynie ze zróżnicowania między szczepami. Analiza wyników wykazała, że dwa unikatowe modele regeneracyjnego gojenia urazów skóry: myszy Foxn1^-/- i płody myszy (E14) charakteryzują się podobnymi profilami transkryptomicznymi. Myszy Foxn1^-/- i mysie płody E14 łączy zmieniony profil ekspresji genów skóry związanych z przebudową tkanek, budową cytoszkieletu, gojeniem urazów, odpowiedzią immunologiczną i różnicowaniem [60]. Te charakterystyczne zmiany w profilu ekspresji określonych grup (klastrów) genów tworzą „sygnaturę regeneracji”, która może być pośrednim lub bezpośrednim następstwem braku aktywnego FOXN1. Ważne jest to, że wyłonione w analizie porównania profili transkryptomicznych grupy genów o zbliżonych funkcjach, podobnie jak kierunek regulacji genów w tych grupach (stymulacja lub supresja), są wspólne i zgodne nie tylko dla myszy Foxn1^-/- i E14, ale również innych modeli zwierząt zdolnych do regeneracji, np. niższych kręgowców [61] czy myszy MRL [62].

W analizie transkryptomów skóry wśród genów o obniżonym poziomie ekspresji jednocześnie u myszy nagich i E14 znalazły się geny: Hox, Pax1, Six1, Six2, Pknox1 kodujące białka kluczowe w specyfikacji losu komórek podczas rozwoju embrionalnego i promujące różnicowanie komórek macierzystych [60]. Wyniki te wskazują, że FOXN1 nie tylko reguluje równowagę między proliferacją i różnicowaniem, ale też kontroluje program rozwoju i dojrzewania skóry. Unikatowa charakterystyka „niedojrzałej, zatrzymanej w rozwoju” skóry dorosłych myszy Foxn1^-/- czyni ją zbliżoną do skóry mysich płodów E14 i jest przykładem neotenii wśród ssaków. Można zatem wnioskować, że skutki braku aktywnego FOXN1 tworzą niszę sprzyjającą regeneracji. Ponadto uzyskane dane sugerują również, że czynnik transkrypcyjny FOXN1 uczestniczy w „dialogu” ze szlakami sygnałowymi WNT, BMP, NOTCH [60], co zostało potwierdzone w badaniach in vivo [63]. Komórki naskórka myszy Foxn1-eGFP wykazywały kolokalizację z WNT11, który jest elementem szlaku zaangażowanego w regulację ekspresji FOXN1 w grasicy. Wskazuje to na udział szlaku WNT w regulacji FOXN1 również w skórze [63].

Pomimo że FOXN1 ulega ekspresji wyłącznie w keratynocytach (komórkach budujących naskórek) w sposób pośredni wpływa także na własności fibroblastów skóry (FS) – komórek skóry właściwej [34, 64, 65]. Wyniki te potwierdziła analiza fenotypowa FS izolowanych z myszy Foxn1^-/-, która wykazała wyższy niż w przypadku FS izolowanych ze skóry myszy kontrolnych procentowy udział populacji komórek o charakterze komórek macierzystych (progenitorowych), wykazujących ekspresję markerów OCT4, CD73 oraz CD117 [65]. Ponadto FS izolowane ze skóry myszy pozbawionych Foxn1^-/- charakteryzowały się większą plastycznością (łatwością w różnicowaniu się do komórek tłuszczowych), jak również wzmożoną wrażliwością na stymulację TGF-β3 [64]. Kompleksowo wyniki te wykazały, że FOXN1 to niezwykle istotny czynnik transkrypcyjny, którego aktywność lub jej brak determinuje dojrzewanie skóry, jej homeostazę oraz przebieg procesu gojenia urazów skórnych: reperacyjny vs regeneracyjny.

Niewiele wiadomo o genach regulowanych przez FOXN1, a jeszcze skromniejsza jest wiedza dotycząca regulacji samego czynnika FOXN1. Przeprowadzone serie doświadczeń z wykorzystaniem hodowli keratynocytów oraz ich transdukcji adenowirusem wyposażonym w cDNA Foxn1 (Ad-Foxn1) przyniosły nowe, ważne wyniki wskazujące na udział FOXN1 w regulacji równowagi między ekspresją białek pro- i antyapoptotycznych [53], (tabela 1). Analiza porównawcza profili białkowych keratynocytów transdukowanych adenowirusem zawierającym sekwencję Foxn1 (Ad-Foxn1) lub Ad-GFP (wirus kontrolny, zawierający cDNA białka zielonej fluorescencji) wykazała, że nadekspresja FOXN1 zwiększa ilość głównie białek promujących apoptozę; P4HB, CTSD, LGALS7, VDAC1. Analiza fenotypu komórek transdukowanych Ad-Foxn1 lub Ad-GFP przeprowadzona z zastosowaniem cytometrii przepływowej potwierdziła zwiększony udział komórek apoptotycznych w puli komórek o podwyższonej ekspresji FOXN1. Jednak analiza proteomiczna wykazała jednoczesny wzrost poziomu białka TXN (stymulowanego obecnością Ad-Foxn1), które chroni komórkę przed działaniem wolnych rodników i wykazuje działanie antyapoptotyczne. FOXN1 stymulował również wzrost poziomu ekspresji białka szoku cieplnego HSP70, również wykazującego działanie antyapoptotyczne [53]. Zatem można założyć, że funkcja FOXN1 jest bilateralna – bierze on udział w utrzymaniu zrównoważonych poziomów białek pro- i antyapoptotycznych.

Jednym z istotniejszych wyników porównania proteomów keratynocytów transdukowanych Ad-Foxn1 lub Ad-GFP było wykazanie różnic w obecności oraz poziomie białek związanych z odpowiedzią komórek na hipoksję [53] (tabela 1). Wśród nich można wymienić TXN (silnie stymuluje ścieżki sygnałowe zależne od HIF1α) oraz HSP70, których obecność pozytywnie koreluje ze wzrostem poziomu ekspresji FOXN1. Keratynocyty o zwiększonej ekspresji FOXN1 charakteryzuje podwyższony poziom TXN i HSP70, natomiast w komórkach tych wykazano również zwiększone poziomy białek typowych dla warunków normoksji, takich jak: CTSD, ACO2, P4HB, ECHS1. Wskazuje to, podobnie jak w przypadku zjawiska apoptozy, na dwukierunkową rolę FOXN1 w regulacji białek kluczowych dla przetrwania komórek w zmiennych warunkach dostępności tlenu. Uzyskane wyniki wnoszą nową, istotną wiedzę o roli FOXN1 jako stymulatora szlaków komórkowych, wskazują na jego potencjalne geny docelowe, a także pośrednio sugerują możliwość regulacji ekspresji czynnika FOXN1 dostępnością tlenu. W systemie in vitro, wykorzystując dwa modele komórek: keratynocyty izolowane z myszy kontrolnych (endogennie aktywny FOXN1) oraz keratynocyty izolowane z myszy Foxn1^-/-, transdukowanych Ad-Foxn1 (ekspresja i aktywność FOXN1 egzogenna), wykazano, że warunki zmniejszonej dostępności tlenu (hipoksja; 1%O²) prowadzą do gwałtownej indukcji ekspresji zarówno endogennego (keratynocyty myszy kontrolnych), jak i egzogennego (keratynocyty myszy nagich transdukowane Ad-Foxn1) FOXN1 [53]. Zatem, jeżeli niewielka dostępność tlenu w warunkach in vitro stymuluje ekspresję FOXN1, czy obserwowane w warunkach in vivo w trakcie procesu gojenia urazów skóry zjawisko hipoksji może angażować czynnik FOXN1?

Udział FOXN1 w procesie bliznowego gojenia urazów skóry wykazano na modelu myszy transgenicznych, u których jeden allel genu Foxn1 został sprzężony z genem GFP (myszy Foxn1::eGFP) [20, 43, 53, 63]. Model ten umożliwił analizę ekspresji Foxn1 uwidocznioną przez obecność białka GFP w tkance (ryc. 2). Analiza skrawków pourazowej skóry myszy Foxn1::eGFP wykazała wysoki poziom ekspresji GFP w warstwie brzeżnej zranionego naskórka [20]. Nowo odtworzony, migrujący, a następnie proliferujący naskórek stopniowo pokrywający ranę również wykazywał silną ekspresję GFP, która dodatkowo kolokalizowała z keratyną 16, markerem aktywowanych keratynocytów [20] oraz E-kadheryną, markerem naskórka/keratynocytów (ryc.2) [20]. Ponadto wzór ekspresji Foxn1-eGFP w tkankach pourazowych skóry korelował ze zmianami w ekspresji MMP-9, enzymu zaangażowanego w proces gojenia urazów skóry [20, 43]. Intensywne badania nad interakcją między FOXN1, a MMP-9 wskazały na stymulację obu czynników przez hipoksję, natomiast mechanizm regulacji MMP-9 zależny od czynnika FOXN1 oczekuje na ostateczne wyjaśnienie [53].

Rycina 2

Wykazany w badaniach in vitro pośredni wpływ FOXN1 na FS został potwierdzony w badaniach in vivo. W preparacie skóry myszy Foxn1::eGFP w 4.–5. dniu po urazie zaobserwowano silną fluorescencję pochodzącą od GFP (wskazującą na jednoczesną ekspresję FOXN1) w warstwie skóry właściwej [20]. Sygnał był umiejscowiony w FS, które jednocześnie z eGFP/FOXN1 wykazywały obecność białka SNAIL1 będącego markerem EMT – procesu zaangażowanego w tworzenie blizny. Wyniki potwierdziła analiza fenotypowa komórek skóry, która wykazała obecność w pourazowej skórze właściwej oprócz komórek o cechach mezenchymalnych (fibroblastów) również komórek pochodzenia naskórkowego (wyznakowanych GFP) [20]. Kolejnego dowodu wskazującego na znaczenie FOXN1 w procesie gojenia dostarczyła analiza tego procesu u zwierząt w różnym wieku (2, 6 i 18 miesięcy). Umożliwiła wykazanie wzrostu ekspresji mRNA FOXN1 w fazie remodelingu (dni pourazowe 14–21) niezależnie od długości życia badanych zwierząt. Reakcje immunofluorescencyjne pourazowych tkanek w dniach 14–21 wykazały obecność w warstwie skóry właściwej komórek kolokalizujących, z jednoczesną obecnością białka zielonej fluorescencji (GFP/FOXN1) oraz markera miofibroblastów (αSMA) [43].

Istotnym i niedawno zaobserwowanym zjawiskiem jest potencjalny udział czynnika FOXN1 w kształtowaniu podatności na indukowaną dietą otyłość [10, 66]. Wykazano, że myszy Foxn1^-/- w warunkach neutralnej temperatury otoczenia karmione dietą wysokotłuszczową nie przybierają na wadze tak jak myszy kontrolne (Foxn1^+/+) [66]. Podobnie myszy o obniżonej ekspresji genu FOXN1 (Foxn1^+/-) są mniej podatne na otyłość [10]. Analiza niezranionych oraz pourazowych tkanek skórnych myszy Foxn1^+/- wykazała zmienione w porównaniu do tkanek myszy kontrolnych (Foxn1^+/+) profile ekspresji regulatorów zaangażowanych w proces adipogenezy: Pparγ, Fabp4 oraz leptyny [10]. Śródskórna tkanka tłuszczowa (dWAT), która jest zaangażowana w utrzymanie homeostazy skóry, regulację odpowiedzi immunologicznej, a także proces gojenia ran, regulowana jest proadipogenicznymi szlakami, w których udział biorą BMP2 i IGF2 [67]. Zaobserwowano, że w skórze myszy stopniowej inaktywacji czynnika FOXN1 (myszy o fenotypie Foxn1^+/+, Foxn1^+/-, Foxn1^-/-) towarzyszy stopniowy spadek ekspresji Bmp2 i Igf2. Wskazuje to na zależność procesu adipogenezy w dWAT od ekspresji czynnika FOXN1, a w konsekwencji udział FOXN1 w gojeniu ran. Ponadto analiza składu lipidowego skóry myszy Foxn1^-/-i Foxn1^+/+ wykazała istotnie różnice [68]. Jednak wskazanie głównych elementów szlaków sygnałowych czynnika transkrypcyjnego FOXN1 zaangażowanych w proces adipogenezy śródskórnej warstwy tłuszczowej wymaga dalszych, wnikliwych badań.

Czynnik transkrypcyjny FOXN1 reguluje rozwój i dojrzewanie skóry, odpowiada za ciągłą odnowę naskórka, a także zaangażowany jest w proces bliznowego gojenia urazów skóry. Brak aktywności FOXN1 w okresie życia płodowego powoduje zachowanie cech embrionalnych skóry w trakcie życia dorosłego (zjawisko neotenii).

Podobieństwo transkryptomów skóry myszy regenerujących urazy skórne (płodów myszy i dorosłych myszy nagich) oraz porównanie ich do profili transkryptomicznych skóry myszy gojących urazy skórne w procesie bliznowym/ naprawczym, wskazuje na FOXN1 jako główny element szlaku sygnałowego regulującego przejście między gojeniem regeneracyjnym (bezbliznowym) a reperacyjnym (bliznowym). Uwzględniając to, że lokalizacja i modulacja ekspresji czynnika FOXN1 w skórze myszy jest analogiczna z ekspresją w skórze człowieka oraz że fenotyp nieaktywnego czynnika FOXN1 występuje również u ludzi, rozpoznanie ścieżek sygnałowych – w tym genów docelowych czynnika FOXN1 – może pozwolić na ukierunkowanie procesu gojenia urazów skóry na bezbliznową regenerację.

ACO2 – akonitaza 2 (aconitase 2), Ad-Foxn1 – wektor adenowirusowy z insertem Foxn1, Ad-GFP – wektor adenowirusowy z insertem GFP (białko zielonej fluoroscencji; green fluorescent protein), AKT – kinaza białkowa B (protein kinase B), BMP2 – białko morfogenetyczne kości 2 (bone morphogenetic protein 2), CD117 – kompleks różnicowania 117 (cluster of differentiation 117), CD73 – kompleks różnicowania 73 (cluster of differentiation 73), CTSD – prekursor katepsyny D (cathepsin D), dWAT – śródskórne komórki tłuszczowe (dermal white adipose tissue), ECHS1 – hydrataza enoilo-CoA, prekursor mitochondriów (enoyl Co enzyme A hydratase, short chain, 1), EMT – przejście epitelialno-mesenchymalne (epithelial-mesenchymal transition), FABP4 – białko wiążące kwasy tłuszczowe 4 (fatty acid binding protein 4), FGF2 – czynnik wzrostu fibroblastów 2 (fibroblast growth factor 2), FOXN1 – czynnik transkrypcyjny FOXN1 (forkhead box N1), FOXO1 – czynnik transkrypcyjny FOXO1 (forkhead box O1), FOXO3 – czynnik transkrypcyjny FOXO3 (forkhead box O3), HIF1α – czynnik indukowany hipoksją 1α (hypoxia-inducible factor 1α), HOXA3 – czynnik transkrypcyjny homeobox A3 (homeobox Hox-A3), HOXD3 – czynnik transkrypcyjny D3 (homeobox Hox-D3), HSP27 – białko szoku cieplnego małe (heat shock protein 27), HSP70 – białko szoku cieplnego średniocząsteczkowe (heat shock protein 70), HSP90 – białko szoku cieplnego małocząsteczkowe (heat shock protein 90), IGF2 – insulinopodobny czynnik wzrostu 2 (insulin-like growth factor 2), LGALS7 – galektyna-7 (galectin-7), mHa3 – mysia keratyna (murine hair keratin 3), mHa5 – mysia keratyna (murine hair keratin 5), MMPs – metaloproteinazy macierzy pozakomórkowej (matrix metalloproteinase), OCT4 – czynnik transkrypcyjny OCT4 (octamer-binding transcription factor 4), OVOL1 – czynnik transkrypcyjny OVOL1 (Ovo Like Transcriptional Repressor 1), OVOL2 – czynnik transkrypcyjny OVOL2 (Ovo Like Transcriptional Repressor 2), P4HB-4 – hydroksylaza prolilowa, beta polipeptyd, izoforma CRA (prolyl 4-hydroxylase subunit beta), PAX1 – czynnik transkrypcyjny PAX1 (Paired box protein PAX1), PDPK1 – kinaza zależna od fosfoinozytydu-1 (3-phosphoinositide dependent protein kinase 1), PGAM1 – mutaza fosfoglicerynianowa 1 (phosphoglycerate mutase 1), PGD – dehydrogenaza 6- fosfoglukonianowa, dekarboksylująca (phosphogluconate ehydrogenase), PI3K – 3-kinaza fosfatydyloinozytolu (phosphoinositide 3-kinase), PKC – kinaza białkowa C (protein kinase C), PKNOX1 – białko homeoboksowe PKNOX1 (homeobox protein PKNOX1), PPARγ – receptor gamma aktywowany przez proliferator peroksysomów (peroxisome proliferatoractivated receptor gamma), SCID – ciężki złożony niedobór odporności (severe combined immunodeficiency), SIX1 – białko homeoboksowe SIX1 (sineoculis homeobox homolog 1), SIX2 – białko homeoboksowe SIX2 (sineoculis homeobox homolog 2), SMAD2 – białko z rodziny SMAD (mothers against decapentaplegic homolog 2), SNAILl – czynnik transkrypcyjny SNAILl (Snail family transcriptional repressor 1), TCF/LEF – czynniki transkrypcyjne TCF/LEF (T-cell factor/ lymphoid-enhancing factor), TGFβ – transformujący czynnik wzrostu β (transforming growth factor β), TXN – tioredoksyna (thioredoxin), VDAC1 – białko 1 kanału o selektywności anionowej (voltage-dependent anion-selective channel 1), WNT11 – białko rodziny WNT (Wnt family member 11), αSMA – aktyna mięśni gładkich (α smooth muscle actin).