1. bookVolume 61 (2022): Edizione 1 (March 2022)
Dettagli della rivista
License
Formato
Rivista
eISSN
2545-3149
Prima pubblicazione
01 Mar 1961
Frequenza di pubblicazione
4 volte all'anno
Lingue
Inglese, Polacco
Accesso libero

Somatic Coliphages as an Indicator in Drinking Water Quality Assessment

Pubblicato online: 31 Mar 2022
Volume & Edizione: Volume 61 (2022) - Edizione 1 (March 2022)
Pagine: 39 - 48
Ricevuto: 01 Apr 2021
Accettato: 01 Dec 2021
Dettagli della rivista
License
Formato
Rivista
eISSN
2545-3149
Prima pubblicazione
01 Mar 1961
Frequenza di pubblicazione
4 volte all'anno
Lingue
Inglese, Polacco
Wprowadzenie

Systematyczna kontrola wskaźników zanieczyszczenia kałowego, takich jak Escherichia coli czy enterokoki kałowe jest jednym z głównych elementów zapewnienia odpowiedniej jakości wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi pod względem mikrobiologicznym [10, 15, 51, 66]. W zanieczyszczonych wodach ze względu na obecność w dużej liczbie bakterii E. coli, w więk szości przypadków monitoring tego parametru powinien zapewniać wysoki stopień bezpieczeństwa wody oraz wiarygodności co do jej jakości [66]. Jednak wyniki niektórych badań wskazują również na niedoskonałości wykorzystania E. coli jako organizmu wskaźnikowego między innymi względem wirusów chorobotwórczych, czy pierwotniaków pasożytniczych. Wirusy i pierwotniaki są bardziej odporne na warunki środowiskowe i konwencjonalne technologie uzdatniania, w tym filtrację i dezynfekcję, a tym samym mogą być obecne w uzdatnionej wodzie do picia pomimo niewykrywalności bakterii E. coli [15, 29, 66]. Stąd prowadzone są poszukiwania wskaźników wzmacniających kontrolę i podnoszących bezpieczeństwo wody. Jednocześnie pojawiają się zalecenia ekspertów, aby podejmować działania w kierunku włączenia nowych parametrów mikrobiologicznych do rutynowych badań wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi [67]. Jednym z proponowanych rozwiązań jest rozszerzenie wykonywanych badań o analizy w kierunku wykrywania wirusów bakteryjnych (bakteriofagów, w skrócie fagów) w wodzie. Mogą one być użyteczne jako wskaźniki zanieczyszczenia kałowego oraz „organizmy” modelowe przydatne w ocenie skuteczności usuwania z wody wirusów chorobotwórczych, za pomocą procesów filtracji lub efektywności procesów dezynfekcji [7, 8, 15, 18, 48, 54, 65, 66]. Wśród licznej grupy przedstawicieli fagów bakteryjnych, duże zainteresowanie w zakresie ich wykorzystania do powyższych celów wzbudzają colifagi, w tym colifagi somatyczne oraz F-specyficzne bakteriofagi RNA [16, 17, 18, 19, 21, 27, 29, 46]. Znalazło to również potwierdzenie w dyrektywie Parlamentu Europejskiego i Rady (UE) 2020/2184 z dnia 16 grudnia 2020 r., która wprowadza colifagi somatyczne jako nowy parametr operacyjny oznaczany w wodzie surowej, w celu kontrolowania skuteczności procesów uzdatniania, w odniesieniu do ryzyka mikrobiologicznego [10].

Colifagi somatyczne

Bakteriofagi infekujące E. coli, jak również inne rodzaje bakterii należące do grupy coli określane są jako colifagi [15, 46, 66]. Wśród nich, dwie podstawowe grupy brane są pod uwagę jako wskaźniki jakości wody: colifagi somatyczne oraz F-specyficzne bakteriofagi RNA. Te dwie grupy różnią się między sobą przede wszystkim rodzajem kwasu nukleinowego, z którego zbudowany jest genom oraz mechanizmem infekowania komórki E. coli. Colifagi somatyczne posiadają genom w postaci dsDNA lub ssDNA i infekują komórki bakteryjne (komórki gospodarza) poprzez wiązanie się z receptorami występującymi na powierzchni komórki. Natomiast F-specyficzne bakteriofagi RNA (colifagi F-RNA) posiadają genom w postaci ssRNA i wywołują zakażenie poprzez adhezję do fimbrii płciowych E. coli, które wytwarzane są tylko przez bakterie będące nosicielami plazmidu płciowego F [46, 66]. Fagi te podzielono na grupy serologiczne I–IV, których genotypy identyfikowane są przy użyciu technik molekularnych [66]. Ze względu na wskaźnikowy charakter wykorzystania obu grup, wskazuje się również na podobieństwa colifagów somatycznych do adenowirusów, a F-specyficznych bakteriofagów RNA między innymi do enterowirusów, astrowirusów, czy wirusów zapalenia wątroby typu A i E [27]. Colifagi somatyczne to przedstawiciele licznych rodzin bakteriofagów (Myoviridae, Siphoviridae, Podoviridae, Microviridae) wykazujące różne typy morfologiczne [21, 27]. W przeciwieństwie do nich, F-specyficzne bakteriofagi RNA tworzą grupę podobnych morfologicznie fagów należących do rodziny Leviviridae (Tabela I).

Przedstawiciele i charakterystyka colifagów

Przykład Typ Rodzina Kwas nukleinowy Budowa
T2, T4 Colifagi somatyczne Myoviridae dsDNA Ogonek składający się z wewnętrznej struktury rdzeniowej otoczonej kurczliwą osłonką
λ, T1 Colifagi somatyczne i bakteriofagi Bacteroides Siphoviridae dsDNA Długi, niekurczliwy ogonek, bez otoczki
P22 Colifagi somatyczne Podoviridae dsDNA Krótki, niekurczliwy ogonek, bez otoczki
phiX174 Colifagi somatyczne Microviridae dsDNA Bez otoczki, izometryczny
PR772 F-specyficzne bakteriofagi DNA Tectiviridae dsDNA Brak ogonka, sześcienny kapsyd bez otoczki
MS2, Qβ F-specyficzne bakteriofagi RNA Leviviridae ssRNA Bez otoczki, izometryczny
M13 F-specyficzne bakteriofagi DNA Inoviridae ssDNA Bez otoczki, pałeczkowaty

Colifagi są niepatogenne dla ludzi i wydalane z kałem przez zwierzęta stałocieplne [8, 15, 18, 27]. Colifagi somatyczne namnażają się w przewodzie pokarmowym ludzi i zwierząt, ale nie tylko, ponieważ w naturalnych środowiskach wodnych do replikacji mogą wykorzystywać jako gospodarzy inne bakterie niż E. coli, m.in. bakterie z rodzaju Klebsiella spp., Shigella sp. [18, 21]. W odróżnieniu od nich, replikacja colifagów F-RNA zachodzi głównie w przewodzie pokarmowym zwierząt stałocieplnych, a nie ma miejsca w warunkach środowiskowych [18, 29].

Występowanie colifagów somatycznych w środowisku

Bakteriofagi są jedną z najliczniejszych grup organizmów występujących na Ziemi. Ich obecność była wykrywana w wodach głębinowych, powierzchniowych, ściekach oraz w glebie [8, 22, 26, 35, 62]. Colifagi somatyczne są wydalane z kałem przez większość ludzi i zwierząt [8, 15, 18, 29, 66]. F-specyficzne bakteriofagi RNA wydalane są natomiast przez ludzi i zwierzęta w różnym, zwykle niższym, odsetku [8, 66]. Colifagi F-RNA z grupy I i IV wykrywano dotychczas wyłącznie w odchodach zwierząt (głównie bydła), natomiast fagi z grupy III wykrywane były w odchodach ludzkich. Fagi z grupy II wykrywano zasadniczo tylko w odchodach ludzkich, poza przypadkiem stwierdzenia ich w 28% próbek kału świń [8, 66]. Colifagi somatyczne mogą występować w dużych ilościach w ściekach i zanieczyszczonych środowiskach wodnych [15]. Liczba cząstek colifagów somatycznych w ściekach może wynosić nawet 106–108 na litr [4, 18, 36]. Według niektórych autorów liczba colifagów somatycznych w ściekach i wodzie surowej może 2–5-krotnie przewyższać liczbę colifagów F-RNA i około 500-krotnie liczbę ludzkich wirusów patogennych [18, 27]. Zarówno colifagi somatyczne jak i F-specyficzne bakteriofagi RNA wykrywane są w wodach jezior i rzek w liczbie do 105 cząstek na litr [18].

Badania nad częstością występowania bakteriofagów, w tym colifagów w środowisku wodnym prowadzone są od wielu lat [8, 17, 18, 21, 22, 26, 29, 37, 68]. Niestety dane nie są spójne, między innymi ze względu na wiele czynników, które wpływają na występowanie, zdolność przetrwania i rozwój fagów w różnych środowiskach wodnych. Wśród tych czynników, należy wymienić liczebność komórek gospodarza, jak i samych wirusów, zdolność wirusów do adhezji do cząstek stałych, obecność zwłaszcza materii organicznej, która wpływa na aktywność metaboliczną bakterii, promieniowanie słoneczne, temperaturę, pH, stężenie i rodzaj jonów w wodzie oraz aktywność metaboliczną mikroorganizmów innych niż bakterie gospodarza [61].

Wrażliwość colifagów somatycznych na wybrane czynniki środowiskowe

Wpływ czynników środowiskowych na zdolność przetrwania fagów była badana w warunkach laboratoryjnych oraz środowiskowych [22]. Danych uzyskanych w warunkach środowiskowych jest jednak znacznie mniej. Wpływ temperatury, światła słonecznego, zasolenia, pH na colifagi w dużej mierze związany jest z ich morfologią. Wykazano, że takie cechy jak obecność ogonków, duże kapsydy i brak otoczki wpływają na ich większą odporność na czynniki zewnętrzne [22]. Przy czym z powodu wielu zmiennych, które wpływają na zdolność przetrwania i replikację fagów, trudno jest usystematyzować i przewidzieć występowanie oraz zachowanie fagów w środowisku wodnym.

Temperatura

Temperatura jest jednym z kluczowych czynników wpływających na zdolność przetrwania bakteriofagów [44]. Odgrywa ona istotną rolę między innymi na etapie adhezji, wnikania i replikacji fagów. W przypadku colifagów F-RNA, decydujące są warunki wytwarzania przez bakterie F-fimbrii wyłącznie w fazie wzrostu logarytmicznego, w temperaturze powyżej 30°C, co precyzyjnie determinuje, że do ich replikacji dochodzi wyłącznie w przewodzie pokarmowym zwierząt stałocieplnych. Jest to również zmienna, która koreluje z utrzymywaniem się colifagów w warunkach środowiskowych [22, 43, 69]. Badania wpływu tego czynnika na zdolność do przetrwania colifagów somatycznych w środowiskach wodnych wykazały, że fagi te, podobnie jak wirusy jelitowe, występowały częściej i przez dłuższy czas w środowiskach naturalnych, w niższych temperaturach (np. woda morska, rzeki, woda podziemna) [32]. W temperaturze niższej niż optymalna, przemieszczanie się fagów jest spowolnione, a proces adsorpcji faga do komórki gospodarza zaburzony. W konsekwencji mniej cząstek faga wnika do bakteryjnych komórek gospodarza, natomiast wyższa temperatura może wydłużać fazę uśpienia, w wyniku czego czas od etapu infekcji komórki do namnożenia faga będzie wydłużony [63].

Przeprowadzona przez Bertrand i wsp. (2012) meta-analiza danych w zakresie wpływu temperatury na inaktywację wirusów jelitowych oraz bakteriofagów m.in. w ściekach i wodzie (woda do picia, podziemna, woda morska) wykazała, że inaktywacja wirusów przebiega szybciej w temperaturach ≥ 50°C w porównaniu do niższych temperatur. Testowany w badaniach colifag somatyczny phiX174 wykazywał wysoką stabilność we wszystkich wymienionych wyżej warunkach, w zakresie temperatur 0–100°C, szczególnie w wyższych temperaturach (podobnie jak colifagi F-RNA). W wyższych temperaturach colifagi somatyczne i colifagi F-RNA wykazywały większą odporność w porównaniu do wirusów jelitowych [5]. Z kolei wyniki badań Lee i Sobsey (2011) dotyczące wpływu temperatury na inaktywację różnych colifagów somatycznych (T4, phiX174, λ T1, T7), w próbkach wody powierzchniowej oraz w wodzie o czystości laboratoryjnej wykazały, że colifagi T4, phiX174 i λ dłużej utrzymywały się w niskich (4°C) i wyższych temperaturach (25°C) w porównaniu z T1 i T7.

Wyraźne różnice w odporności na wysoką temperaturę pomiędzy naturalnie występującymi bakteriami a colifagmi somatycznymi, zaobserwowali w swoich badaniach Mocé-Llivina i wsp. (2003). W doświadczeniu, obróbce cieplnej poddawano ścieki surowe, inkubując je w temperaturze 60°C przez 30 min. oraz osad, inkubując w temperaturze 80° C przez 30 min. i 90 min. W obu eksperymentach colifagi somatyczne wykazywały większą odporność. Redukcja liczby drobnoustrojów po 30 min. i 90 min. inkubacji wynosiła ponad 3,6 log10 dla E. coli w próbkach osadu. Colifagi F-RNA były redukowane o 1,3 log10 po 30 min. i ponad 3,4 log10 po 90 min., natomiast colifagi somatyczne odpowiednio o 0,6 log10 i 3,0 log10. Eksperyment z wykorzystaniem ścieków surowych wykazał redukcję colifagów somatycznych o 0,8 log10 w porównaniu z redukcją 6,2 log10 dla E. coli i 2,1 log10 dla colifagów F-RNA [41].

Promieniowanie słoneczne

Promieniowanie słoneczne jest kolejnym czynnikiem mającym wpływ na inaktywację wirusów, w tym colifagów somatycznych [22, 33]. Zaobserwowano korelację pomiędzy stopniem inaktywacji środowiskowych izolatów colifagów somatycznych pod wpływem promieniowania słonecznego, a wielkością genomu. Izolaty posiadające większe genomy wykazywały wyższy wskaźnik inaktywacji [33]. Z kolei wyniki badań Sinton i wsp. (1999) wykazały, że ekspozycja próbek wody morskiej i ścieków na promieniowanie słoneczne zwiększa tempo rozpadu cząstek colifagów somatycznych i innych bakteriofagów oraz bakterii z grupy coli typu kałowego, w porównaniu z próbkami bez dostępu światła [58]. Wyniki kolejnych badań prowadzonych przez Sinton i wsp. na próbkach wody świeżej pochodzącej z rzeki, wody morskiej oraz wody będącej odpowiednikiem wody z estuarium (50% wody z rzeki + 50% wody morskiej) wykazały wolniejsze tempo rozpadu kapsydów colifagów somatycznych oraz F-specyficznych bakteriofagów RNA w porównaniu z bakteriami E. coli, innymi bakteriami grupy coli typu kałowego i enterokokami [59]. Colifagi somatyczne występujące w wodzie z rzeki okazały się również nieznacznie bardziej wrażliwe na promieniowanie słoneczne w porównaniu z colifagami F-RNA. Natomiast w wodzie morskiej, colifagi somatyczne wykazywały większą odporność [5].

Zasolenie

Dane piśmiennictwa wskazują, że wraz ze wzrostem zasolenia rośnie stopień inaktywacji colifagów [58, 59]. Woda morska to przede wszystkim roztwór NaCl. Jony sodu i chloru stanowią ponad 86% związków soli w wodzie. Średnie zasolenie wód morskich wynosi 35 g/litr. W innych rodzajach wód naturalnych stężenie jonów Na+ i Cl jest znacznie mniejsze [42]. W wielu analizach środowiskowych potwierdzono powszechne występowanie colifagów somatycznych w wodach morskich [9, 21, 34]. W badaniach prowadzonych na terenie Europy (Irlandia, Anglia, Francja, Hiszpania, Gracja), colifagi somatyczne izolowane były w 71–100% próbek wody morskiej pochodzącej z kąpielisk [9]. Częstotliwość wykrywania colifagów somatycznych w rzekach jest porównywalnie wysoka, jednak badania ilościowe wykazują że jest ich od 100 do 1000-krotnie więcej w porównaniu z wodą morską [9, 21]. Z kolei w wodach głębinowych, colifagi somatyczne występują znacznie rzadziej. W badaniach prowadzonych w krajach takich jak Kanada, Argentyna, Kolumbia, Francja, Hiszpania, Korea czy USA fagi te były izolowane w 8,7–53,6% próbek pochodzących ze studni i ujęć głębinowych [1, 21, 23, 30, 35, 37]. Jak wykazali Sinton i wsp. [58, 59] tempo inaktywacji colifagów somatycznych rośnie wraz ze wzrostem zasolenia. Gdy hodowle prowadzono bez dostępu światła, tempo rozpadu cząstek colifagów somatycznych było 5,5-krotnie wyższe w wodzie słonej w porównaniu z wodą z rzeki, podczas gdy dla F-specyficznych colifagów RNA tempo rozpadu było 3,1-krotnie wyższe w tych samych warunkach. Gdy badania prowadzono w warunkach dostępu do światła słonecznego, tempo rozpadu colifagów somatycznych wzrastało 2,3-krotnie w wodzie słonej w porównaniu z wodą pochodzącą z rzeki. W tych samych warunkach, odnotowane tempo rozpadu kapsydów colifagów F-RNA było wyższe 1,4-krotnie. Powyższe wyniki wskazują. że colifagi somatyczne są bardziej wrażliwe na zasolenie w porównaniu z F-specyficznymi colifagami RNA.

Kwasowość (pH) środowiska

Do istotnych czynników wpływających na stabilność fagów jest pH środowiska. W badaniach nad stabilnością faga T7 inkubowanego w buforach o pH od 3 do 11 zaobserwowano, że najbardziej stabilny jest, gdy wartość pH wynosi od 6 do 8. Fag T7 inkubowany przez 2 tygodnie w buforze fosforanowym o pH = 7, w temperaturze 0,5–2°C, utracił 20% swojej początkowej aktywności, czego wynikiem było obniżenie miana faga. Gdy wartość pH spadła poniżej 4, już po 96 godz. fag ten utracił niemal całkowicie zdolność do infekcji, a po inkubacji w buforach o pH < 3, przez 1 godzinę, w ogóle nie wykryto aktywnych cząstek wirusa. Inkubacja faga T7 w buforach o wyższym pH wykazała, że przy pH = 9.0 fag wykazywał 30% początkowej aktywności, tracąc ją niemal całkowicie po 24 godz. inkubacji w buforze o pH > 10 [22, 24]. W innych badaniach, fag T2 był stabilny w pH od 5 do 9, a najwyższą stabilność wykazywał przy pH w zakresie 5–6 [22, 56]. Z kolei Jepson i March (2004) badali aktywność faga λ w pH w zakresie 2–14. Po 24 godz. inkubacji w temperaturze pokojowej, badacze nie zauważyli znaczącego spadku miana faga przy pH w zakresie 3–11. Natomiast przy pH = 2.0 oraz powyżej wartości 11.8, fag λ tracił całkowicie swoją aktywność [20, 22]. Z kolei Kłak i wsp. (2010) badali wpływ pH na faga T4, prowadząc inkubację w buforach o pH w zakresie 1.1–9.2 w temperaturze 37°C, przez 1 godz. Stwierdzono, że optymalne pH wynosiło 6.0–7.4. Miano faga było o 50% niższe, gdy inkubację prowadzono w buforze o pH = 9.2, natomiast całkowitą aktywność fag utracił podczas inkubacji w pH = 4.0 [22, 25].

Odporność colifagów somatycznych na procesy oczyszczania i dezynfekcji wody oraz ścieków

Colifagi somatyczne są przez wielu autorów uznawane jako organizmy użyteczne w celu oceny skuteczności procesów oczyszczania wody i ścieków [15, 19, 50]. Colifagi, lepiej niż kałowe bakterie wskaźnikowe naśladują utrzymywanie się patogennych wirusów w środowisku i podczas procesu oczyszczana wody oraz ścieków. Redukcja wirusów jelitowych człowieka oraz colifagów może przebiegać w podobny sposób na różnych etapach procesu oczyszczania ścieków [15, 19, 50, 64]. Według wielu doniesień, colifagi somatyczne przewyższają liczbą colifagi F-RNA w ściekach nieoczyszczonych oraz oczyszczonych [3, 14, 17, 18]. Ze względu na złożoność i wieloetapowość procesu oczyszczania ścieków, trudno jest wyciągnąć wnioski na podstawie publikowanych wyników badań, które nie dostarczają informacji co do specyfiki badanej matrycy oraz o warunkach procesu (np. pH, temperatura, dawka UV, stężenie lub forma stosowanego chloru itp.). Według danych z piśmiennictwa oczyszczanie ścieków z wykorzystaniem osadu czynnego pozwala na redukcję liczby colifagów somatycznych o 2–2,4 log10 [3, 50]. Natomiast stosując filtrację (m.in. z użyciem filtrów piaskowych, antracytowych czy antracytowo-piaskowych) odnotowano redukcję o ok. 0,5 log10. Dezynfekcja ścieków środkami na bazie chloru oraz stosowanie promieniowania UV skutkowała redukcją o ok. 0,5 log10 [50]. Porównując poziom redukcji liczby (log10) na różnych etapach oczyszczania ścieków, colifagi (w tym somatyczne), wykazywały wartości bliskie enterowirusom (ok. 3–4 log10), podczas gdy bakteryjne wskaźniki zanieczyszczenia kałowego redukowane były na poziomie 5–6 log10 [50]. Według raportu z badań przeprowadzonych przez Rose i wsp. (2004), poziom zanieczyszczenia colifagami i wirusami w próbkach pobranych ze ścieków wpływających do sześciu analizowanych oczyszczalni nie był znacząco różny. Z kolei poziom zanieczyszczenia colifagami w próbkach ścieków wypływających z oczyszczalni, różnił się w zależności od stosowanych w danej oczyszczalni technologii [50]. Chociaż nie zaobserwowano korelacji między stężeniem colifagów i enterowirusów w oczyszczonych próbkach, autorzy stwierdzili, że w oparciu o poziom colifagów można wykluczyć obecność enterowirusów. Poziomy poniżej 10 pfu/100 ml (zarówno colifagów F-RNA lub colifagów F-RNA w połączeniu z colifagami somatycznymi) wskazywały, że w próbkach tych nie były wykrywane enterowirusy [50].

Metody badań colifagów somatycznych w wodzie przeznaczonej do spożycia przez ludzi

Wirusy są obligatoryjnymi pasożytami wewnątrzkomórkowymi i mogą replikować się tylko w żywych komórkach gospodarza, powodując ich lizę. Właściwość ta leży u podstawy metod hodowlanych do oznaczania bakteriofagów, w tym colifagów somatycznych. Metody hodowlane są powszechnie stosowane ze względu na łatwość wykonania, niezawodność, niskie koszty i brak konieczności posiadania szczególnego wyposażenia laboratorium. Wadą ich jest to, że są pracochłonne, a wynik otrzymywany jest w czasie dłuższym niż jeden dzień roboczy. Dodatkowo badania próbek wody o dużych objętościach oraz próbek o niskiej liczbie fagów mogą wymagać przeprowadzenia dodatkowego etapu – zatężania. Alternatywnie możliwe jest zastosowanie coraz bardziej powszechnych szybkich testów, które są mniej pracochłonne, nie wymagają wstępnego zatężania próbek i umożliwiają uzyskanie wyników w krótszym czasie.

Hodowlane metody oznaczania colifagów somatycznych

Metody hodowlane stosowane do badań bakteriofagów, w tym colifagów somatycznych pozwalają na oznaczenie ich liczby (metody ilościowe) lub wykrycie obecności (metody jakościowe) w badanej próbce wody.

Metody ilościowe oparte są tzw. teście łysinkowym, opisanym już w 1959 roku [2]. Polega on na przygotowaniu mieszaniny badanej próbki, hodowli bakterii wrażliwych na faga i półpłynnego agaru. Mieszaninę przenosi się następnie na płytkę Petriego w celu zestalenia. Po inkubacji w temperaturze optymalnej dla wzrostu komórek gospodarza, w przypadku obecności fagów w badanej próbce, ich obecność wyrażana jest w postaci przejaśnień – łysinek na powierzchni murawy szczepu gospodarza [2]. Wyniki badań przedstawiane są jako liczba jednostek tworzących łysinki pfp – plaque forming particles) [11] lub pfu (plaque forming units) [11, 14] w objętości próbki. Colifagi są różnorodną grupą wirusów, które tworzą łysinki o różnej morfologii i średnicy od 1 do 10 mm [14]. Dodatkowym utrudnieniem w odczycie może być specyfika próbki i obecność mikroflory towarzyszącej. Do ułatwienia wizualizacji łysinek może być stosowany TTC (chlorek 2,3,5-trifenylotetrazoliowy) nadający komórkom gospodarza kontrastowe różowe zabarwienie [45]. Metoda łysinkowa występuje w dwóch wariantach: SAL (single agar layer) – metoda płytek jednowarstwowych [14] i DAL (double agar layer) – metoda płytek dwuwarstwowych [11]. Różnica pomiędzy nimi polega na dodatkowej warstwie podłoża stałego pod warstwą półpłynnego agaru w metodzie DAL. Warstwa ta ma za zadanie zapewnienie bardziej stabilnego podłoża dla warstwy półpłynnego agaru. Metody jakościowe składają się z dwóch etapów: etapu namnażania i etapu testu kropelkowego. Metody te mogą być stosowane również w formacie NPL (najbardziej prawdopodobnej liczby), co umożliwia uzyskanie wyniku ilościowego.

Metody hodowlane mające zastosowanie do oznaczania colifagów somatycznych w wodzie przeznaczonej do spożycia przez ludzi to rekomendowane obecnie przez dyrektywę UE [10] metody znormalizowane EN-ISO 10705-2:2000 [11] i EN-ISO 10705-3:2003 [12]. Na metodach hodowlanych opierają się także protokoły US EPA (Unitet States Environmental Protection Agency) – EPA 1601:2001 [13] i EPA 1602:2001 [14]. W tabeli II przedstawiono przegląd jakościowych i ilościowych metod znormalizowanych. Główne różnice występują w składzie pożywek i odczynników oraz w stosowanych szczepach gospodarza bakteryjnego oraz objętościach badanych próbek.

Metody rekomendowane do oznaczania colifagów somatycznych w próbkach wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi

Metoda Parametr/zastosowanie Matryca Rodzaj metody Objętość próbki Czułość Czas uzyskania wyniku
ISO 10705-2:2000 colifagi somatyczne wszystkie rodzaje wody, osady, ścieki ekstrakty z mięczaków jakościowa ilościowa 1 ml5 ml 1 pfu/objętość 24–48 godz.
ISO 10705-3:2003 walidacja i przykłady metod zatężania bakteriofagów wszystkie rodzaje wody nie dotyczy zależnie od metody zatężania zależnie od metody zatężania zależnie od metody zatężania
EPA Method 1601:2001 colifagi somatyczne, F-specyficzne bakteriofagi RNA wody podziemne, inne rodzaje wody jakościowa 100 ml1000 ml 1 pfu/objętość 24–48 godz.
EPA Method 602:2001 colifagi somatyczne, F-specyficzne bakteriofagi RNA wody podziemne, inne rodzaje wody ilościowa 100 ml 1 pfu/objętość 24 godz.

Metoda opisana w normie EN-ISO 10705-2:2000 [11] przeznaczona jest do badania wszystkich rodzajów wód oraz osadów i ścieków. Umożliwia oznaczenia ilościowe i jakościowe colifagów somatycznych. Norma wskazuje różne szczepy bakteryjnego gospodarza w zależności od specyfiki badanych próbek. Dla próbek o małej liczbie bakterii gospodarzem jest szczep E. coli ATCC 13706, a w przypadku próbek o spodziewanej dużej liczbie bakterii, szczep E. coli ATCC 700078 oporny na kwas nalidyksowy. Do przygotowania materiału referencyjnego stosowany jest bakteriofag phiX174 (ATCC 13706-B1). Fag phiX174 jest colifagiem somatycznym należącym do rodziny Microviridae, dla którego gospodarzem są bakterie E. coli. Występuje on powszechnie w populacji fagowej ścieków i charakteryzuje się stosunkowo dużą zdolnością przetrwania w warunkach środowiskowych, wykazując znaczną odporność między innymi na działanie wysokiej temperatury oraz promieniowania UV [28].

Przedstawiona w normie metoda ilościowa oparta jest na metodzie płytek dwuwarstwowych DAL. Objętość próbki badanej wynosi 1 ml lub 5 ml dla próbek o niskiej liczbie fagów. Wyniki uzyskiwane są w czasie około 24 godzin i przedstawiane jako liczba pfp lub pfu w określonej objętości próbki. W przypadku oznaczeń jakościowych wynik uzyskiwany jest w czasie około 48 godz. i odczytywany jest jako obecne/nieobecne w 1 ml. W obu przypadkach możliwe jest badanie próbek o większej objętości, ale konieczne jest wtedy zastosowanie większych objętości pożywek.

Niekiedy bakteriofagi w wodzie mogą być obecne w zbyt niskich stężeniach, aby można było je oznaczać za pomocą bezpośredniej analizy. W takich przypadkach badanie próbek wody w ich kierunku może być procesem wieloetapowym obejmującym etap zatężania, po którym dopiero następuje właściwy etap oznaczania ilościowego [69]. W przypadku metody ilościowej dla próbek o bardzo niskiej liczbie fagów norma wskazuje na konieczność wstępnego zatężania badanych próbek. Również w przypadku próbek o dużej objętości zalecane jest ich zatężanie. Etap zatężania próbek wydłuża dodatkowo całkowity czas potrzebny na uzyskanie wyniku, przy czym jest on różny w zależności od zastosowanej metody zatężania [12]. Ważnym aspektem badania jest wpływ procesu zatężania próbek wody na odzysk bakteriofagów. Poziom odzysku zależy od wielu czynników takich jak metoda zatężania, rodzaj próbki wody (m.in. mętność, poziom zanieczyszczenia), objętość próbki, ilość i różnorodność bakteriofagów w próbce [38]. Etap zatężania został opisany w EN-ISO 10705-3:2003, która określa ogólne zasady oceny przydatności metod zatężania bakteriofagów do danego celu, rodzaju i objętości próbek wody. Norma podaje przykłady metod zatężania, które mogą być stosowane dla wszystkich rodzajów wód, pod warunkiem, że pozwala na to ich specyfika (ilość i charakter zawiesin i substancji rozpuszczonych). Jedną z metod zatężania opisanych w EN ISO 10705-3:2003 jest metoda filtracji membranowej. Metoda ta jest rekomendowana dla zatężania F-specyficznych bakteriofagów RNA w próbkach o objętości 100–1000 ml i mętności < 2 NTU. Dane literaturowe wskazują, że metoda ta może być z powodzeniem wykorzystywana także do zatężania colifagów somatycznych, a ich odzysk osiągany jest na poziomie nieco ponad 80% [37]. W przypadku colifagów somatycznych dobre wyniki zatężania mogą być uzyskiwane również innymi wariantami metody filtracji membranowej [14, 19, 38, 55, 57]. W przypadku próbek o mętności > 2 NTU do zatężania colifagów somatycznych może mieć zastosowanie metoda flokulacji wodorotlenkiem magnezu [12].

Protokół EPA 1602 [14] przedstawia metodę ilościową płytek jednowarstwowych SAL, z kolei protokół EPA 1601 [13] dwuetapową metodę jakościową. Protokoły te przeznaczone są do oznaczania F-specyficznych bakteriofagów RNA oraz colifagów somatycznych. Mogą być stosowane do badania wód podziemnych i innych, przy czym ich walidacja została przeprowadzona tylko dla wód podziemnych. Metoda jakościowa EPA 1601 może być stosowana dodatkowo w formacie NPL, jednak nie została pod tym względem zwalidowana. Gospodarzem bakteryjnym dla colifagów somatycznych jest oporny na kwas nalidyksowy szczep E. coli CN13 (ATCC 700609), a fagiem referencyjnym bakteriofag phiX174 (ATCC 13706-B1). Badane objętości próbek wody to 100 ml w metodzie ilościowej EPA 1602 oraz 100 ml i 1000 ml w metodzie jakościowej EPA 1601. Wynik badania uzyskuje się w czasie 24–48 godzin.

Szybkie testy do badań colifagów somatycznych

Alternatywą dla oznaczania colifagów somatycznych klasycznymi metodami hodowlanymi mogą być tzw. szybkie testy. Testy te mogą być oparte na znormalizowanych metodach ISO i EPA. Umożliwiają one oznaczenia jakościowe oraz ilościowe colifagów somatycznych [6, 27, 39, 49, 52, 53]. Ich zastosowanie może obejmować różne matryce, w tym wodę, ścieki i osady. W zależności od rodzaju testu, celu badania i specyfiki próbek, szybkie testy umożliwiają badanie różnych objętości: 1 ml, 10 ml i 100 ml. Czas uzyskania wyników to od kilku do 24 godzin. Trwają prace nad kolejnymi formułami testów umożliwiającymi badanie próbek o objętości 100 ml oraz rozwiązaniami redukującymi czas przygotowania hodowli gospodarza, mającymi bezpośrednie przełożenie na otrzymanie wyników w jeszcze krótszym czasie [47]. Ze względu na różnorodność colifagów somatycznych pewne trudności sprawia zastosowanie do ich oznaczania metod molekularnych i serologicznych. Metody molekularne oparte na reakcji łańcuchowej polimerazy (PCR) mogą być wykorzystywane do oznaczania całej subgrupy colifagów lub tylko F-specyficznych bakteriofagów RNA. Metody serologiczne znajdują zastosowanie do wykrywania F-specyficznych bakteriofagów RNA [15]. Prowadzone są również badania w zakresie zastosowania tych metod do badań colifagów somatycznych, a ich wyniki są obiecujące [28]. Warto podkreślić, że prowadzone są badania, których celem jest opracowanie powszechnie akceptowanych standardów i wytycznych dotyczących zatężania i oznaczania fagów, w tym colifagów somatycznych w środowiskach wodnych.

Zastosowanie colifagów somatycznych w ocenie jakości wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi

Największe ryzyko zagrożenia dla zdrowia ludzi związane z wodą pochodzi od patogenów kałowych, przenoszonych na skutek nieodpowiednich warunków sanitarnych, braku higieny i ochrony ujęć wody. Patogeny bytujące w wodzie (m.in. wirusy, bakterie, pierwotniaki) mogą powodować poważne i długotrwałe skutki zdrowotne. Głównym celem stosowania wskaźników mikrobiologicznych do oceny jakości wody, jest wskazanie na obecność organizmów patogennych, przede wszystkim pochodzenia kałowego. Obecnie ocena jakości wody do picia pod względem mikrobiologicznym oparta jest przede wszystkim na analizie parametrów bakteriologicznych [29]. O ile wskaźniki bakteryjne takie jak E. coli oraz enterokoki spełniają swoją rolę w stosunku do oceny występowania w wodzie bakterii chorobotwórczych, to w przypadku oceny występowania patogennych wirusów jelitowych nie dają już takiej pewności [8, 18, 28, 66]. Wirusy znacznie różnią się od bakterii zarówno pod względem budowy, przeżywalności w środowisku wodnym, odporności na środki dezynfekcyjne czy procesy uzdatniania wody [22, 66]. Okres infekcyjny u większości wirusów jelitowych w wodzie o temperaturze 20°C jest długi i wynosi ponad 1 miesiąc, z kolei w przypadku występujących w wodzie bakterii chorobotwórczych okres ten jest zwykle krótki, do 1 tygodnia lub średni od 1 tygodnia do 1 miesiąca [22, 66]. Wiele gatunków wirusów jest mniej wrażliwych niż bakterie, na konwencjonalne technologie uzdatniania wody, w tym filtrację i dezynfekcję [8, 19, 66]. W związku z powyższym wirusy chorobotwórcze mogą być obecne w uzdatnionej wodzie do picia, mimo nie wykrycia standardowo stosowanego wskaźnika bakteryjnego jakim jest E. coli. Retrospektywne badania występowania epidemii, których źródłem była woda do picia wykazały, że opieranie się jedynie na założeniach związanych z wykrywalnością bakterii E. coli nie zapewnia bezpieczeństwa wody jeżeli chodzi o patogeny należące do innych grup mikroorganizmów, w tym wirusów jelitowych. Stało się to podstawą opinii, że E. coli jest wskaźnikiem niewystarczającym oraz bodźcem do poszukiwania organizmów innych niż bakterie, które byłyby użyteczne jako modele lub zastępcze wskaźniki do oceny zachowania wirusów jelitowych w środowisku wodnym oraz ich wrażliwości na procesy uzdatniania i dezynfekcji wody [15, 27, 66, 67].

Przeprowadzona analiza wyników badań opublikowanych w latach 1999–2019, potwierdziła korelację między występowaniem w wodzie wirusów jelitowych i colifagów somatycznych lub colifagów F-RNA [27]. Wśród analizowanych badań, między innymi praca Skraber i wsp. (2004) potwierdziła korelację między obecnością colifagów somatycznych, a występowaniem enterowirusów i norowirusów w wodzie powierzchniowej. Podobnie Mocé-Llivina i wsp. (2005) wykazali korelację między obecnością colifagów somatycznych i enterowirusów w próbkach wody pobranych z rzek, zanieczyszczonych ściekami. Również Lodder i wsp. (2010) w badaniach prowadzonych na ujęciach wody do picia opartych na rzekach, wskazał na korelację między występowaniem enterowirusów oraz colifagów somatycznych i colifagów F-RNA. W przypadku tych badań nie stwierdzono jednak takiej zależności pomiędzy colifagami somatycznymi a innymi wirusami jelitowymi (reowirusami, norowirusami, czy też rotawirusami).

Wśród najważniejszych cech colifagów somatycznych jako organizmów wskaźnikowych można wymienić: podobieństwo do kontrolowanych patogenów (m.in.: budowa, występowanie, wrażliwość na procesy uzdatniania i środki dezynfekcyjne), brak zdolności do namnażania się w wodzie i dostępność prostych metod badawczych, pozwalających uzyskać wiarygodne wyniki w krótkim czasie [8, 11, 13, 14, 18, 66].

Colifagi somatyczne, przypominają ludzkie wirusy jelitowe pod względem pochodzenia i uwalniania się do środowiska. Podobnie jak wirusy jelitowe mogą replikować się tylko w komórkach gospodarza [8]. W przypadku colifagów są to komórki bakterii E. coli, a w przypadku wirusów jelitowych są to komórki ludzi i innych zwierząt stałocieplnych. Optymalne warunki do replikacji zarówno wirusów jelitowych, jak i colifagów somatycznych, występują w przewodzie pokarmowym tych organizmów [8, 27]. Colifagi somatyczne, podobnie jak ich gospodarz E. coli, mogą występować w prawidłowej mikroflorze układu pokarmowego ludzi i zwierząt, nie powodując zachorowań [66]. Ludzkie wirusy jelitowe są uwalniane do środowiska prawie wyłącznie z przewodu pokarmowego, podobnie jak colifagi somatyczne, infekujące bakterie jelitowe, jakimi są E. coli. Colifagi somatyczne można wykrywać przy użyciu prostych metod badawczych opartych na hodowli na podłożach agarowych, a wyniki dostępne są w czasie 24–48 godzin [11, 13, 14, 22]. Powyższe cechy colifagów somatycznych sprawiają, że wydają się one być lepszym wskaźnikiem wirusów chorobotwórczych niż bakterie E. coli. W związku z tym mogą znaleźć zastosowanie w monitoringu prowadzonym w ramach nadzoru oraz weryfikacji poprawności działań, jako wskaźnik zanieczyszczenia kałowego ujęć wody [10, 27, 63]. Warto jednak zaznaczyć, że colifagi somatyczne, podobnie jak wskaźniki bakteryjne, nie są idealne. Jak opisują niektórzy badacze nie zawsze istnieje bezpośrednia korelacja między liczbą bakteriofagów E. coli a wirusów jelitowych, co nie czyni ich bezwzględnie wiarygodnym wskaźnikiem. Potwierdzono to, izolując wirusy jelitowe z próbek uzdatnionej wody do picia poddanej dezynfekcji, w których standardowe oznaczenia colifagów dawały wynik ujemny [66].

Zapewnienie odpowiedniej ochrony ludzi przed patogenami jelitowymi, w szczególności wirusami i pierwotniakami pasożytniczymi, które mogą występować w wodzie do picia wiąże się z koniecznością wprowadzenia dodatkowych wymagań do zaleceń i przepisów prawnych dotyczących tego obszaru. Na ten aspekt zwracają uwagę również eksperci WHO w rekomendacjach z 2017 r., które są wsparciem dla przeglądu załącznika I do dyrektywy Rady 98/83/WE w sprawie jakości wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi [67]. Opracowanie to wskazuje na potrzebę włączenia innych mikroorganizmów, między innymi takich jak bakteriofagi (colifagi somatyczne, F-specyficzne bakteriofagi RNA) jako bardziej odpowiednich do identyfikacji zagrożeń mikrobiologicznych, które mogą być nie wykryte przez dotychczas stosowane wskaźniki.

Dyrektywa Parlamentu Europejskiego i Rady (UE) 2020/2184 z dnia 16 grudnia 2020 r. w sprawie jakości wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi, wprowadza colifagi somatyczne jako dodatkowy wskaźnik do programu monitoringu operacyjnego, przy czym zwraca uwagę, że powinno to następować w odniesieniu do lokalnych okoliczności i wiedzy naukowej. Okoliczności takie mogą obejmować na przykład wykorzystywanie wody z ujęć zanieczyszczonych wirusami jelitowymi i pasożytami lub przypadki podejrzenia wystąpienia tego typu zanieczyszczenia na skutek dopływu ścieków zawierających odchody ludzkie lub ścieków pochodzących od zwierząt hodowlanych. Wartość dopuszczalna dla colifagów somatycznych w wodzie surowej wynosi 50 pfu w 100 ml. Według zapisów w dyrektywie parametr ten powinien być oznaczany w uzasadnionych przypadkach wynikających z oceny ryzyka. W przypadku wykrycia colifagów somatycznych w wodzie surowej w stężeniach powyżej 50 pfu/100 ml, wskazane jest przeprowadzenie analizy procesów na kolejnych etapach uzdatniania, aby oznaczyć wartość logarytmiczną usuwania colifagów przez występujące bariery oraz ocenić, czy ryzyko przedostania się wirusów chorobotwórczych zostało w wystarczającym stopniu zredukowane [10].

Wprowadzenie badań colifagów somatycznych w wodzie powinno stanowić uzupełnienie informacji pozyskanych w oparciu o wyniki badań parametrów bakteryjnych i dawać dodatkowe potwierdzenie, że procesy uzdatniania oraz dezynfekcji spełniają swoją rolę. Jednocześnie oznaczanie tego dodatkowego parametru może być istotnym krokiem w zwiększeniu bezpieczeństwa wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi.

Metody rekomendowane do oznaczania colifagów somatycznych w próbkach wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi

Metoda Parametr/zastosowanie Matryca Rodzaj metody Objętość próbki Czułość Czas uzyskania wyniku
ISO 10705-2:2000 colifagi somatyczne wszystkie rodzaje wody, osady, ścieki ekstrakty z mięczaków jakościowa ilościowa 1 ml5 ml 1 pfu/objętość 24–48 godz.
ISO 10705-3:2003 walidacja i przykłady metod zatężania bakteriofagów wszystkie rodzaje wody nie dotyczy zależnie od metody zatężania zależnie od metody zatężania zależnie od metody zatężania
EPA Method 1601:2001 colifagi somatyczne, F-specyficzne bakteriofagi RNA wody podziemne, inne rodzaje wody jakościowa 100 ml1000 ml 1 pfu/objętość 24–48 godz.
EPA Method 602:2001 colifagi somatyczne, F-specyficzne bakteriofagi RNA wody podziemne, inne rodzaje wody ilościowa 100 ml 1 pfu/objętość 24 godz.

Przedstawiciele i charakterystyka colifagów

Przykład Typ Rodzina Kwas nukleinowy Budowa
T2, T4 Colifagi somatyczne Myoviridae dsDNA Ogonek składający się z wewnętrznej struktury rdzeniowej otoczonej kurczliwą osłonką
λ, T1 Colifagi somatyczne i bakteriofagi Bacteroides Siphoviridae dsDNA Długi, niekurczliwy ogonek, bez otoczki
P22 Colifagi somatyczne Podoviridae dsDNA Krótki, niekurczliwy ogonek, bez otoczki
phiX174 Colifagi somatyczne Microviridae dsDNA Bez otoczki, izometryczny
PR772 F-specyficzne bakteriofagi DNA Tectiviridae dsDNA Brak ogonka, sześcienny kapsyd bez otoczki
MS2, Qβ F-specyficzne bakteriofagi RNA Leviviridae ssRNA Bez otoczki, izometryczny
M13 F-specyficzne bakteriofagi DNA Inoviridae ssDNA Bez otoczki, pałeczkowaty

Abbaszadegan M., LeChevallier M., Gerba C.: Occurrence of viruses in U.S. groundwaters. J. Am. Water. Work. Ass. 95, 107–120 (2003) AbbaszadeganM. LeChevallierM. GerbaC. Occurrence of viruses in U.S. groundwaters J. Am. Water. Work. Ass. 95 107 120 2003 10.1002/j.1551-8833.2003.tb10458.x Search in Google Scholar

Adams M.H.: Bacteriophages. Interscience Publishers Inc, New York, 1959 AdamsM.H. Bacteriophages Interscience Publishers Inc New York 1959 10.5962/bhl.title.6966 Search in Google Scholar

Aw T.G., Gin K.Y.-H.: Environmental surveillance and molecular characterization of human enteric viruses in tropical urban wastewaters. J. Appl. Microbiol. 109, 716–730 (2010) AwT.G. GinK.Y.-H. Environmental surveillance and molecular characterization of human enteric viruses in tropical urban wastewaters J. Appl. Microbiol. 109 716 730 2010 10.1111/j.1365-2672.2010.04701.x Search in Google Scholar

Bell R.G.: The limitation of the ratio of fecal coliforms to total coliphage as a water pollution index. Water Res. 10, 745–748 (1976) BellR.G. The limitation of the ratio of fecal coliforms to total coliphage as a water pollution index Water Res. 10 745 748 1976 10.1016/0043-1354(76)90016-6 Search in Google Scholar

Bertrand I., Gantzer C. i wsp.: The impact of temperature on the inactivation of enteric viruses in food and water: A review. J. Appl. Microbiol. 112, 1059–1074 (2012) BertrandI. GantzerC. The impact of temperature on the inactivation of enteric viruses in food and water: A review J. Appl. Microbiol. 112 1059 1074 2012 10.1111/j.1365-2672.2012.05267.x Search in Google Scholar

Bluephage S.L. https://bluephage.com/ (06.04.2021) BluephageS.L. https://bluephage.com/ (06.04.2021) Search in Google Scholar

Bonilla N., Santiago T., Marcos P., Urdaneta M., Domingo J.S., Toranzos G.A.: Enterophages, a group of phages infecting Enterococcus faecalis, and their potential as alternate indicators of human faecal contamination. Water Sci. Technol. 61, 293–300 (2010) BonillaN. SantiagoT. MarcosP. UrdanetaM. DomingoJ.S. ToranzosG.A. Enterophages, a group of phages infecting Enterococcus faecalis, and their potential as alternate indicators of human faecal contamination Water Sci. Technol. 61 293 300 2010 10.2166/wst.2010.815 Search in Google Scholar

Cole D., Long S.C., Sobsey M.D.: Evaluation of F-i-RNA and DNA coliphages as source-specific indicators of fecal contamination in surface waters. Appl. Environ. Microb. 69, 6507–6514 (2003) ColeD. LongS.C. SobseyM.D. Evaluation of F-i-RNA and DNA coliphages as source-specific indicators of fecal contamination in surface waters Appl. Environ. Microb. 69 6507 6514 2003 10.1128/AEM.69.11.6507-6514.2003 Search in Google Scholar

Contreras-Coll N., Jofre J. i wsp.: Occurrence and levels of indicator bacteriophages in bathing waters throughout Europe. Water Res. 36, 4963–4974 (2002) Contreras-CollN. JofreJ. Occurrence and levels of indicator bacteriophages in bathing waters throughout Europe Water Res. 36 4963 4974 2002 10.1016/S0043-1354(02)00229-4 Search in Google Scholar

Dyrektywa Parlamentu Europejskiego i Rady (UE) 2020/2184 z dnia 16 grudnia 2020 r. w sprawie jakości wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi. https://eur-lex.europa.eu/legal-content/PL/TXT/PDF/?uri=CELEX:32020L2184&from=PL (19.11.2021) Dyrektywa Parlamentu Europejskiego i Rady (UE) 2020/2184 z dnia 16 grudnia 2020 r. w sprawie jakości wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi https://eur-lex.europa.eu/legal-content/PL/TXT/PDF/?uri=CELEX:32020L2184&from=PL (19.11.2021) Search in Google Scholar

EN-ISO 10705-2:2000. Water quality – Detection and enumeration of bacteriophages – Part 2: Enumeration of somatic coliphages. https://www.iso.org/standard/20127.html (19.11.2021) EN-ISO 10705-2:2000 Water quality – Detection and enumeration of bacteriophages – Part 2: Enumeration of somatic coliphages https://www.iso.org/standard/20127.html (19.11.2021) Search in Google Scholar

EN-ISO 10705-3:2003 Water quality – Detection and enumeration of bacteriophages – Part 3: Validation of methods for concentration of bacteriophages from water. https://www.iso.org/standard/27806.html (19.11.2021) EN-ISO 10705-3:2003 Water quality – Detection and enumeration of bacteriophages – Part 3: Validation of methods for concentration of bacteriophages from water https://www.iso.org/standard/27806.html (19.11.2021) Search in Google Scholar

Environmental Protection Agency (EPA), Office of Water. Method 1601: Male-specific (F+) and somatic coliphage in water by two-step enrichment procedure. EPA 821-R-01-030, Washington, DC, USA, 2001 https://www.epa.gov/sites/default/files/2015-12/documents/method_1601_2001.pdf (19.11.2021) Environmental Protection Agency (EPA), Office of Water Method 1601: Male-specific (F+) and somatic coliphage in water by two-step enrichment procedure EPA 821-R-01-030 Washington, DC, USA 2001 https://www.epa.gov/sites/default/files/2015-12/documents/method_1601_2001.pdf (19.11.2021) Search in Google Scholar

Environmental Protection Agency (EPA), Office of Water: Method 1602: Male-specific (F+) and somatic coliphage in water by single agar layer (SAL) Procedure. EPA 821-R-01-029, Washington, DC, USA, 2001 https://www.epa.gov/sites/default/files/2015-12/documents/method_1602_2001.pdf (19.11.2021) Environmental Protection Agency (EPA), Office of Water Method 1602: Male-specific (F+) and somatic coliphage in water by single agar layer (SAL) Procedure EPA 821-R-01-029 Washington, DC, USA 2001 https://www.epa.gov/sites/default/files/2015-12/documents/method_1602_2001.pdf (19.11.2021) Search in Google Scholar

Environmental Protection Agency (EPA), Office of Water, Office of Science and Technology, Health and Ecological Criteria Division: Review of coliphages as possible indicators of faecal contamination for ambient water quality. 820-R-15-098, Washington, DC, USA, 2015 https://www.epa.gov/sites/default/files/2016-07/documents/review_of_coliphages_as_possible_indicators_of_fecal_contamination_for_ambient_water_quality.pdf (19.11.2021) Environmental Protection Agency (EPA), Office of Water, Office of Science and Technology, Health and Ecological Criteria Division Review of coliphages as possible indicators of faecal contamination for ambient water quality 820-R-15-098 Washington, DC, USA 2015 https://www.epa.gov/sites/default/files/2016-07/documents/review_of_coliphages_as_possible_indicators_of_fecal_contamination_for_ambient_water_quality.pdf (19.11.2021) Search in Google Scholar

Gantzer C., Maul A., Audic J.M., Schwartzbrod L.: Detection of infectious enteroviruses, phages in treated wastewater coliphages, and Bacteroides fragilis enterovirus genomes, somatic. Appl. Environ. Microb. 64, 4307–4312 (1998) GantzerC. MaulA. AudicJ.M. SchwartzbrodL. Detection of infectious enteroviruses, phages in treated wastewater coliphages, and Bacteroides fragilis enterovirus genomes, somatic Appl. Environ. Microb. 64 4307 4312 1998 10.1128/AEM.64.11.4307-4312.19981066439797281 Search in Google Scholar

Grabow W.O.K., Holtzhausen C.S., De Villiers J.C.: Research on bacteriophages as indicators of water quality. WRC Report No 321/1/93. Water Research Commission, University of Pretoria, 147 (1993) GrabowW.O.K. HoltzhausenC.S. De VilliersJ.C. Research on bacteriophages as indicators of water quality WRC Report No 321/1/93. Water Research Commission, University of Pretoria 147 1993 Search in Google Scholar

Grabow W.: Bacteriophages: update on application as models for viruses in water. Water SA, 27, 251–268 (2001) GrabowW. Bacteriophages: update on application as models for viruses in water Water SA 27 251 268 2001 10.4314/wsa.v27i2.4999 Search in Google Scholar

Havelaar A.H., van Olphen M., Drost Y.C.: F-specific RNA bacteriophages are adequate model organisms for enteric viruses in freshwater. Appl. Environ. Microb. 59, 2956–2962 (1993) HavelaarA.H. van OlphenM. DrostY.C. F-specific RNA bacteriophages are adequate model organisms for enteric viruses in freshwater Appl. Environ. Microb. 59 2956 2962 1993 10.1128/aem.59.9.2956-2962.19931823928215367 Search in Google Scholar

Jepson C.D., March J.B.: Bacteriophage lambda is highly stable DNA vaccine delivery vehicle. Vaccine, 22, 2413–2419 (2004) JepsonC.D. MarchJ.B. Bacteriophage lambda is highly stable DNA vaccine delivery vehicle Vaccine 22 2413 2419 2004 10.1016/j.vaccine.2003.11.06515193403 Search in Google Scholar

Jofre J., Lucena F., Blanch A.R., Muniesa M.: Coliphages as model organisms in the characterization and management of water resources. Water, 8, 199 (2016) JofreJ. LucenaF. BlanchA.R. MuniesaM. Coliphages as model organisms in the characterization and management of water resources Water 8 199 2016 10.3390/w8050199 Search in Google Scholar

Jończyk E., Kłak M., Międzybrodzki R., Górski A.: The influence of external factors on bacteriophages—review. Folia Microbiol. 56, 191–200 (2011) JończykE. KłakM. MiędzybrodzkiR. GórskiA. The influence of external factors on bacteriophages—review Folia Microbiol. 56 191 200 2011 10.1007/s12223-011-0039-8313151521625877 Search in Google Scholar

Jung J.H., Yoo C.H., Koo E.S., Kim H.M., Na Y., Jheong W.H., Jeong Y.S.: Occurrence of norovirus and other enteric viruses in untreated groundwaters of Korea. J. Water Health. 9, 544–555 (2011) JungJ.H. YooC.H. KooE.S. KimH.M. NaY. JheongW.H. JeongY.S. Occurrence of norovirus and other enteric viruses in untreated groundwaters of Korea J. Water Health. 9 544 555 2011 10.2166/wh.2011.14221976201 Search in Google Scholar

Kerby G.P., Godwy R.A., Dillon E.S., Dillon M.L., Csáky T.Z., Sharp D.G., Beard J.W.: Purification, pH stability and sedimentation properties of the T7 bacteriophage of Escherichia coli. J. Immunol. 63, 93–107 (1949) KerbyG.P. GodwyR.A. DillonE.S. DillonM.L. CsákyT.Z. SharpD.G. BeardJ.W. Purification, pH stability and sedimentation properties of the T7 bacteriophage of Escherichia coli J. Immunol. 63 93 107 1949 Search in Google Scholar

Kłak M., Międzybrodzki R., Bubak B., Jończyk E., Weber-Dąbrowska B., Górski A.: Studies on the gastrointestinal transit and blood penetration of a therapeutic staphylococcal bacteriophage. Abstract no. 209, First International Congr. Viruses of Microbes, Paris (2010) KłakM. MiędzybrodzkiR. BubakB. JończykE. Weber-DąbrowskaB. GórskiA. Studies on the gastrointestinal transit and blood penetration of a therapeutic staphylococcal bacteriophage Abstract no. 209, First International Congr. Viruses of Microbes Paris 2010 Search in Google Scholar

Kumari S., Harjai K., Chibber S.: Isolation and characterization of Klebsiella pneumoniae specific bacteriophages from sewage samples. Folia Microbiol. 55, 221–227 (2010) KumariS. HarjaiK. ChibberS. Isolation and characterization of Klebsiella pneumoniae specific bacteriophages from sewage samples Folia Microbiol. 55 221 227 2010 10.1007/s12223-010-0032-720526833 Search in Google Scholar

Lamy M.C., Sanseverino I., Niegowska M., Lettieri T: Microbiological Parameters under the Drinking Water Directive. Current state of art on somatic coliphages and Clostridium perfringens and spores. EUR 29932 EN, Publications Office of the European Union, Luxembourg, ISBN 978-92-76-12593-8, doi:10.2760/005492, JRC118219 (2020) LamyM.C. SanseverinoI. NiegowskaM. LettieriT Microbiological Parameters under the Drinking Water Directive. Current state of art on somatic coliphages and Clostridium perfringens and spores EUR 29932 EN, Publications Office of the European Union Luxembourg ISBN 978-92-76-12593-8, doi:10.2760/005492, JRC118219 2020 Search in Google Scholar

Lee H.S.: Somatic coliphage families as potential indicators of enteric viruses in water and methods for their detection. University of North Carolina at Chapel Hill. Dissertation under the direction of Mark D. Sobsey (2009), https://cdr.lib.unc.edu/concern/dissertations/th83m0562?locale=en (19.11.2021) LeeH.S. Somatic coliphage families as potential indicators of enteric viruses in water and methods for their detection University of North Carolina at Chapel Hill Dissertation under the direction of Mark D. Sobsey 2009 https://cdr.lib.unc.edu/concern/dissertations/th83m0562?locale=en (19.11.2021) Search in Google Scholar

Lin J., Ganesh A.: Water quality indicators: bacteria, coliphages, enteric viruses. Int. J. Environ. Heal. R. 23, 484–506 (2013) DOI:10.1080/09603123.2013.769201 LinJ. GaneshA. Water quality indicators: bacteria, coliphages, enteric viruses Int. J. Environ. Heal. R. 23 484 506 2013 10.1080/09603123.2013.769201 23438312 Apri DOISearch in Google Scholar

Locas A., Barthe C., Barbeau B., Carrière A., Payment P:. Virus occurrence in municipal groundwater sources in Quebec, Canada. Can. J. Microbiol. 53, 688–694 (2007) LocasA. BartheC. BarbeauB. CarrièreA. PaymentP. Virus occurrence in municipal groundwater sources in Quebec, Canada Can. J. Microbiol. 53 688 694 2007 10.1139/W07-03417668028 Search in Google Scholar

Lodder W.J., van den Berg H.H.J.L., Rutjes S.A., de Roda Husman A.M.: Presence of enteric viruses in source waters for drinking water production in The Netherlands. Appl. Environ. Microb. 76, 5965–5971 (2010) LodderW.J. van den BergH.H.J.L. RutjesS.A. de Roda HusmanA.M. Presence of enteric viruses in source waters for drinking water production in The Netherlands Appl. Environ. Microb. 76 5965 5971 2010 10.1128/AEM.00245-10293503320622124 Search in Google Scholar

Long S.C., Sobsey M.D.: A comparison of the survival of F+RNA and F-t-DNA coliphages in Lake Water Microcosms. J. Water Health. 2, 15–22 (2004) LongS.C. SobseyM.D. A comparison of the survival of F+RNA and F-t-DNA coliphages in Lake Water Microcosms J. Water Health. 2 15 22 2004 10.2166/wh.2004.0002 Search in Google Scholar

Love D., Silverman A., Nelson K.L.: Human virus and bacteriophage inactivation in clear water by simulated sunlight compared to bacteriophage inactivation at a southern California beach. Environ. Sci. Technol. 44, 6965–6970 (2010) LoveD. SilvermanA. NelsonK.L. Human virus and bacteriophage inactivation in clear water by simulated sunlight compared to bacteriophage inactivation at a southern California beach Environ. Sci. Technol. 44 6965 6970 2010 10.1021/es100192420726507 Search in Google Scholar

Love D.C., Rodriguez R.A., Gibbons C.D., Griffith J.F., Yu Q., Stewart J.R., Sobsey M.D.: Human viruses and viral indicators in marine water at two recreational beaches in Southern California, USA. J. Water Health. 12, 136–150 (2014) LoveD.C. RodriguezR.A. GibbonsC.D. GriffithJ.F. YuQ. StewartJ.R. SobseyM.D. Human viruses and viral indicators in marine water at two recreational beaches in Southern California, USA J. Water Health. 12 136 150 2014 10.2166/wh.2013.078 Search in Google Scholar

Lucena F., Ribas F., Duran A.E., Skraber S., Gantzer C., Campos C., Morón A., Calderón E., Jofre J.: Occurrence of bacterial indicators and bacteriophages infecting enteric bacteria in groundwater in different geographical areas. J. Appl. Microbiol. 101, 96–102 (2006) LucenaF. RibasF. DuranA.E. SkraberS. GantzerC. CamposC. MorónA. CalderónE. JofreJ. Occurrence of bacterial indicators and bacteriophages infecting enteric bacteria in groundwater in different geographical areas J. Appl. Microbiol. 101 96 102 2006 10.1111/j.1365-2672.2006.02907.x Search in Google Scholar

Mandilara G., Mavridou A., Lambiri M., Vatopoulos A., Rigas F.: The use of bacteriophages for monitoring the microbiological quality of sewage sludge. Environ. Technol. 27, 367–375 (2006) MandilaraG. MavridouA. LambiriM. VatopoulosA. RigasF. The use of bacteriophages for monitoring the microbiological quality of sewage sludge Environ. Technol. 27 367 375 2006 10.1080/09593332708618657 Search in Google Scholar

Méndez J., Audicana A., Cancer M., Isern A., Llaneza J., Moreno B., Navarro M., Tarancón M.L., Valero F., Ribas F.: Assessment of drinking water quality using indicator bacteria and bacteriophages. J. Water Health. 2, 201–214 (2004) MéndezJ. AudicanaA. CancerM. IsernA. LlanezaJ. MorenoB. NavarroM. TarancónM.L. ValeroF. RibasF. Assessment of drinking water quality using indicator bacteria and bacteriophages J. Water Health. 2 201 214 2004 10.2166/wh.2004.0018 Search in Google Scholar

Méndez J., Audicana A., Isern A., Llaneza J., Moreno B., Tarancón M.L., Jofre J., Lucerna F.: Standardised evaluation of the performance of a simple membrane filtration-elution method to concentrate bacteriophages from drinking water. J. Virol. Methods. 117, 19–25 (2004) MéndezJ. AudicanaA. IsernA. LlanezaJ. MorenoB. TarancónM.L. JofreJ. LucernaF. Standardised evaluation of the performance of a simple membrane filtration-elution method to concentrate bacteriophages from drinking water J. Virol. Methods. 117 19 25 2004 10.1016/j.jviromet.2003.11.013 Search in Google Scholar

Méndez J., Toribio-Avedillo D., Mangas-Casas, R., Martínez-González J.: Bluephage, a method for efficient detection of somatic coliphages in one hundred milliliter water samples. Nature Sci. Rep. 10, 2977 (2020) MéndezJ. Toribio-AvedilloD. Mangas-CasasR. Martínez-GonzálezJ. Bluephage, a method for efficient detection of somatic coliphages in one hundred milliliter water samples Nature Sci. Rep. 10 2977 2020 10.1038/s41598-020-60071-w Search in Google Scholar

Mocé-Llivina, L., Lucena, F., Jofre, J.: Enteroviruses and bacteriophages in bathing waters. Appl. Environ. Microb. 71, 6838–6844 (2005) Mocé-LlivinaL. LucenaF. JofreJ. Enteroviruses and bacteriophages in bathing waters Appl. Environ. Microb. 71 6838 6844 2005 10.1128/AEM.71.11.6838-6844.2005 Search in Google Scholar

Mocé-Llivina L., Muniesa M., Pimenta-Vale H., Lucena F., Jofre J.: Survival of bacterial indicator species and bacteriophages after thermal treatment of sludge and sewage. Appl. Environ. Microb. 69, 1452–1456 (2003) Mocé-LlivinaL. MuniesaM. Pimenta-ValeH. LucenaF. JofreJ. Survival of bacterial indicator species and bacteriophages after thermal treatment of sludge and sewage Appl. Environ. Microb. 69 1452 1456 2003 10.1128/AEM.69.3.1452-1456.2003 Search in Google Scholar

Murray, J. Major ions of seawater. University of Washington, Seattle, WA, 2004 http://www.ocean.washington.edu/courses/oc400/Lecture_Notes/CHPT4.pdf (26.02.2021) MurrayJ. Major ions of seawater University of Washington Seattle, WA 2004 http://www.ocean.washington.edu/courses/oc400/Lecture_Notes/CHPT4.pdf (26.02.2021) Search in Google Scholar

Niemi M.: Survival of Escherichia coli phage T7 in different water types. Water Res. 10, 751–755 (1976) NiemiM. Survival of Escherichia coli phage T7 in different water types Water Res. 10 751 755 1976 10.1016/0043-1354(76)90092-0 Search in Google Scholar

Olson M.R., Axler R.P., Hicks R.E.: Effects of freezing and storage temperature on MS2 viability. J. Virol. Meth. 122, 147–152 (2004) OlsonM.R. AxlerR.P. HicksR.E. Effects of freezing and storage temperature on MS2 viability J. Virol. Meth. 122 147 152 2004 10.1016/j.jviromet.2004.08.01015542138 Search in Google Scholar

Pattee P.A.: Use of tetrazolium for improved resolution of bacteriophage plaques. J. Bacteriol. 92, 787–788 (1966) PatteeP.A. Use of tetrazolium for improved resolution of bacteriophage plaques J. Bacteriol. 92 787 788 1966 10.1128/jb.92.3.787-788.1966 Search in Google Scholar

Pillai S.D.: Bacteriophages as fecal indicator organisms (w) Viruses in Foods, red. Goyal S.M. Springer, New York, 2006 PillaiS.D. Bacteriophages as fecal indicator organisms (w) Viruses in Foods red. GoyalS.M. Springer New York 2006 10.1007/0-387-29251-9_8 Search in Google Scholar

Future BioSolutions: QuantiPhageCT – Advanced phage detection https://www.quantiphage.com/ (06.04.2021) Future BioSolutions QuantiPhageCT – Advanced phage detection https://www.quantiphage.com/ (06.04.2021) Search in Google Scholar

Purnell S.E., Ebdon J.E., Taylor H.D.: Bacteriophage lysis of Enterococcus host strains: A tool for microbial source tracking? Environ. Sci. Technol. 45, 10699–10705 (2011) PurnellS.E. EbdonJ.E. TaylorH.D. Bacteriophage lysis of Enterococcus host strains: A tool for microbial source tracking? Environ. Sci. Technol. 45 10699 10705 2011 10.1021/es202141x Search in Google Scholar

Rames E., Macdonald J.: The QuantiPhage assay: A novel method for the rapid colorimetric detection of coliphages using cellulose pad materials. Water Res. 149, 98–110 (2019) RamesE. MacdonaldJ. The QuantiPhage assay: A novel method for the rapid colorimetric detection of coliphages using cellulose pad materials Water Res. 149 98 110 2019 10.1016/j.watres.2018.10.089 Search in Google Scholar

Rose J.B., Farrah S.R., Harwood V.J., Levine A.D., Lukaskik J., Menendez P., Scott T.M. Reduction of pathogens, indicator bacteria, and alternative indicators by wastewater treatment and reclamation processes. Water Sci. Technol. 3, DOI10.2166/ws.2003.0069 RoseJ.B. FarrahS.R. HarwoodV.J. LevineA.D. LukaskikJ. MenendezP. ScottT.M. Reduction of pathogens, indicator bacteria, and alternative indicators by wastewater treatment and reclamation processes Water Sci. Technol. 3 10.2166/ws.2003.0069 Apri DOISearch in Google Scholar

Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 7 grudnia 2017 r. w sprawie jakości wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi. Dz.U. 2017, poz. 2294. http://isap.sejm.gov.pl/isap.nsf/download.xsp/WDU20170002294/O/D20172294.pdf (19.11.2021) Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 7 grudnia 2017 r. w sprawie jakości wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi. Dz.U. 2017, poz. 2294 http://isap.sejm.gov.pl/isap.nsf/download.xsp/WDU20170002294/O/D20172294.pdf (19.11.2021) Search in Google Scholar

Salter R.S., Durbin G.W., Wang S., Abraham S.R., Charm S.: Same day and continuous detection of coliphage in water. Am. Soc. Microbiol. Gen. Meet. 109th p.483 (2009) SalterR.S. DurbinG.W. WangS. AbrahamS.R. CharmS. Same day and continuous detection of coliphage in water Am. Soc. Microbiol. Gen. Meet. 109th 483 2009 Search in Google Scholar

Salter R.S., Durbin G.W., Conklin E., Rosen J., Clancy J.: Proposed modifications of Environmental Protection Agency Method 1601 for detection of coliphages in drinking water, with same-day fluorescence-based detection and evaluation by the performance-based measurement system and alternative test protocol validation approaches. Appl. Environ. Microbiol. 76, 7803–7810 (2010) SalterR.S. DurbinG.W. ConklinE. RosenJ. ClancyJ. Proposed modifications of Environmental Protection Agency Method 1601 for detection of coliphages in drinking water, with same-day fluorescence-based detection and evaluation by the performance-based measurement system and alternative test protocol validation approaches Appl. Environ. Microbiol. 76 7803 7810 2010 10.1128/AEM.01235-10 Search in Google Scholar

Santiago-Rodriguez T.M., Toranzos G.A. i wsp.: Characterization of Enterococcus faecalis-infecting phages (enterophages) as markers of human fecal pollution in recreational waters. Water Res. 44, 4716–4725 (2010) Santiago-RodriguezT.M. ToranzosG.A. Characterization of Enterococcus faecalis-infecting phages (enterophages) as markers of human fecal pollution in recreational waters Water Res. 44 4716 4725 2010 10.1016/j.watres.2010.07.078 Search in Google Scholar

Schulze E., Lenk J.: Concentration of coliphages from drinking water by Mg(OH)2 flocculation. Naturwissenschaften, 70, 612–613 (1983) SchulzeE. LenkJ. Concentration of coliphages from drinking water by Mg(OH)2 flocculation Naturwissenschaften 70 612 613 1983 10.1007/BF00377405 Search in Google Scholar

Sharp D.G., Hock A., Taylor A.E., Beard D., Beard J.W.: Sedimentation characters and pH stability of the T2 bacteriophage of Escherichia coli. J. Biol. Chem. 165, 259–270 (1946) SharpD.G. HockA. TaylorA.E. BeardD. BeardJ.W. Sedimentation characters and pH stability of the T2 bacteriophage of Escherichia coli J. Biol. Chem. 165 259 270 1946 10.1016/S0021-9258(17)41228-2 Search in Google Scholar

Sinton L.W., Finlay R.K., Reid A.J.: A simple membrane filtration-elution method for the enumeration of F-RNA, F-DNA and somatic coliphages in 100-ml water samples. J. Microbiol. Meth. 25, 257–269 (1996) SintonL.W. FinlayR.K. ReidA.J. A simple membrane filtration-elution method for the enumeration of F-RNA, F-DNA and somatic coliphages in 100-ml water samples J. Microbiol. Meth. 25 257 269 1996 10.1016/0167-7012(95)00100-X Search in Google Scholar

Sinton L.W., Finlay R.K., Lynch P.A.: Sunlight inactivation of fecal bacteriophages and bacteria in sewage-polluted seawater. Appl. Environ. Microbiol. 65, 3605–3613, (1999) SintonL.W. FinlayR.K. LynchP.A. Sunlight inactivation of fecal bacteriophages and bacteria in sewage-polluted seawater Appl. Environ. Microbiol. 65 3605 3613, 1999 10.1128/AEM.65.8.3605-3613.1999 Search in Google Scholar

Sinton L.W., Hall C.H., Lynch P.A., Davies-Colley R.J.: Sunlight inactivation of fecal indicator bacteria and bacteriophages from waste stabilization pond effluent in fresh and saline waters. Appl. Environ. Microbiol. 68, 1122–1131 (2002) SintonL.W. HallC.H. LynchP.A. Davies-ColleyR.J. Sunlight inactivation of fecal indicator bacteria and bacteriophages from waste stabilization pond effluent in fresh and saline waters Appl. Environ. Microbiol. 68 1122 1131 2002 10.1128/AEM.68.3.1122-1131.2002 Search in Google Scholar

Skraber S., Gassilloud B., Gantzer, C.: Comparison of coliforms and coliphages as tools for assessment of viral contamination in river water. Appl. Environ. Microbiol. 70, 3644–3649 (2004) SkraberS. GassilloudB. GantzerC. Comparison of coliforms and coliphages as tools for assessment of viral contamination in river water Appl. Environ. Microbiol. 70 3644 3649 2004 10.1128/AEM.70.6.3644-3649.2004 Search in Google Scholar

Sobsey M.D., Meschke J.S.: World Health Organization: Virus survival in the environment with special attention to survival in sewage droplets and other environmental media of fecal or respiratory origin. Geneva, 2003 SobseyM.D. MeschkeJ.S. World Health Organization: Virus survival in the environment with special attention to survival in sewage droplets and other environmental media of fecal or respiratory origin Geneva 2003 Search in Google Scholar

Śliwa-Dominiak J., Tokarz-Deptuła B.: Wiesław deptuła F-specyficzne bakteriofagi RNA Oraz bakterie z grupy coli w próbkach wody pochodzących ze śródmiejskiego jeziora w Szczecinie. Woda-Środowisko-Obszary Wiejskie, 10, 189–199 (2010) Śliwa-DominiakJ. Tokarz-DeptułaB. Wiesław deptuła F-specyficzne bakteriofagi RNA Oraz bakterie z grupy coli w próbkach wody pochodzących ze śródmiejskiego jeziora w Szczecinie Woda-Środowisko-Obszary Wiejskie 10 189 199 2010 Search in Google Scholar

Tey B.T., Ooi S.T., Yong K.C., Tan Ng M.Y., Ling T.C., Tan W.S.: Production of fusion m13 phage bearing the disulphide constrained peptide sequence (C-WSFFSNI-C) that interacts with hepatitis B core antigen. J. African. Biotechnol. 8, 268–273 (2009) TeyB.T. OoiS.T. YongK.C. Tan NgM.Y. LingT.C. TanW.S. Production of fusion m13 phage bearing the disulphide constrained peptide sequence (C-WSFFSNI-C) that interacts with hepatitis B core antigen J. African. Biotechnol. 8 268 273 2009 Search in Google Scholar

Turner S.J., Lewis G.D.: Comparison of F-specific bacteriophage, enterococci, and faecal coliform densities through a wastewater treatment process employing oxidation ponds. Water Sci. Technol. 31, 85–89 (1995) TurnerS.J. LewisG.D. Comparison of F-specific bacteriophage, enterococci, and faecal coliform densities through a wastewater treatment process employing oxidation ponds Water Sci. Technol. 31 85 89 1995 10.2166/wst.1995.0568 Search in Google Scholar

Vijayavel K., Fujioka R., Ebdon J., Taylor H.: Isolation and characterization of Bacteroides host strain HB-73 used to detect sewage specific phages in Hawaii. Water Res. 44, 3714–3724 (2010) VijayavelK. FujiokaR. EbdonJ. TaylorH. Isolation and characterization of Bacteroides host strain HB-73 used to detect sewage specific phages in Hawaii Water Res. 44 3714 3724 2010 10.1016/j.watres.2010.04.012 Search in Google Scholar

World Health Organization: Guidelines for drinking-water quality 4th edition. WHO, Geneva, 2011. https://www.who.int/publications/i/item/9789241549950 (19.11.2021) World Health Organization Guidelines for drinking-water quality 4th edition WHO Geneva 2011 https://www.who.int/publications/i/item/9789241549950 (19.11.2021) Search in Google Scholar

World Health Organization: Drinking water parameter cooperation project support to the revision of annex I Council Directive 98/83/EC on the quality of water intended for human consumption, 2017, https://ec.europa.eu/environment/water/water-drink/pdf/WHO_parameter_report.pdf (19.11.2021) World Health Organization Drinking water parameter cooperation project support to the revision of annex I Council Directive 98/83/EC on the quality of water intended for human consumption, 2017 https://ec.europa.eu/environment/water/water-drink/pdf/WHO_parameter_report.pdf (19.11.2021) Search in Google Scholar

Wyn-Jones P.: The detection of waterborne viruses (w) Perspectives in Medical Virology, red. A. Bosch, Elsevier Science, Oxford, 2007, s. 177–204 Wyn-JonesP. The detection of waterborne viruses (w) Perspectives in Medical Virology red. BoschA. Elsevier Science Oxford 2007 177 204 10.1016/S0168-7069(07)17009-9 Search in Google Scholar

Yates M.V., Gerba C.P., Kelley L.M.: Virus persistence in ground water. Appl. Environ. Microbiol. 31, 778–781 (1985) YatesM.V. GerbaC.P. KelleyL.M. Virus persistence in ground water Appl. Environ. Microbiol. 31 778 781 1985 10.1128/aem.49.4.778-781.19852384444004211 Search in Google Scholar

Articoli consigliati da Trend MD

Pianifica la tua conferenza remota con Sciendo