1. bookVolume 58 (2019): Edizione 1 (January 2019)
Dettagli della rivista
License
Formato
Rivista
eISSN
2545-3149
Prima pubblicazione
01 Mar 1961
Frequenza di pubblicazione
4 volte all'anno
Lingue
Inglese, Polacco
Accesso libero

Antiviral Disinfection In The Medical Area

Pubblicato online: 15 Oct 2019
Volume & Edizione: Volume 58 (2019) - Edizione 1 (January 2019)
Pagine: 101 - 110
Ricevuto: 01 Jun 2018
Accettato: 01 Jan 2019
Dettagli della rivista
License
Formato
Rivista
eISSN
2545-3149
Prima pubblicazione
01 Mar 1961
Frequenza di pubblicazione
4 volte all'anno
Lingue
Inglese, Polacco
Wprowadzenie

Zakażenia nabywane w czasie pobytu w szpitalu lub związane z opieką medyczną (HAI – Hospital Acquired Infections; health care-associated infections) są poważnym problemem zdrowia publicznego. Problem ten corocznie dotyka setki milionów ludzi na całym świecie, prowadząc w wielu przypadkach do poważnych komplikacji zdrowotnych, a nawet śmierci, przedłuża pobyt w szpitalu i tym samym generuje wysokie koszty. Zakażenia te dotyczą nie tylko, choć w przeważającej części, pacjentów, ale i pracowników służby zdrowia. W krajach rozwiniętych problem zakażeń szpitalnych dotyczy 5–15% pacjentów, przy czym istotne jest, że w większości przypadków są to zakażenia, których można by było uniknąć lub im zapobiec [9, 55].

Wśród potencjalnych źródeł tego typu zakażeń (w tym zakażeń wirusowych) najczęściej wymienia się często dotykane powierzchnie środowiskowe (HTS – High Touch Surfaces, np. półki, meble, zasłony, pościel, ubrania, komputery, telefony) oraz wszystkie elementy sprzętu medycznego, z których transmisja patogenów może odbywać się poprzez bezpośredni kontakt pacjenta z powierzchnią lub pośrednio przez ręce lub rękawiczki ochronne personelu medycznego [9, 20, 50]. Dla przykładu wiele patogenów wirusowych jest zdolnych do przeżycia na rękach czy rękawiczkach od 2 minut do godziny [32], a po zasiedleniu danej powierzchni wirusy mogą pozostać w środowisku przez długi okres czasu [42]. Przy optymalnych warunkach pH, temperatury i wilgotności, niektóre z wirusów mogą pozostać zakaźne na powierzchni nawet przez dłuższy czas [17, 53]. Do patogenów wirusowych, które mogą zanieczyszczać powierzchnie środowiskowe należą m.in. koronawirusy, rotawirusy oraz norowirusy. Badania wykazały, że norowirusy charakteryzują się zdolnością do zachowania wirulencji na powierzchniach przez długi okres czasu [1, 9, 51, 52] i często są przenoszone z zanieczyszczonych powierzchni na opuszki palców, a następnie na kolejne powierzchnie takie jak pokrywy toalet, klamki, telefony [2]. Transmisja patogenów z zanieczyszczonych powierzchni jest uzależniona od czasu trwania i częstości kontaktu, zdolności patogenu do przeżycia na powierzchni i jego oporności na działanie dezynfektantów.

Źródłem zakażenia mogą być też powierzchnie narzędzi i sprzętów medycznych (takich jak, np. endoskopy i stetoskopy, narzędzia stomatologiczne, itd. gdzie dochodzi do kontaktu z błonami śluzowymi, śliną czy krwią pacjenta), dlatego sterylizacja i odkażanie narzędzi oraz sprzętu medycznego odgrywa ważną rolę w zapobieganiu HAI [23]. Najczęstszymi zakażeniami szpitalnymi, które mogą być skutkiem nieodpowiednich procedur sterylizacji i odkażania narzędzi oraz sprzętu medycznego są m.in. różnego rodzaju zakażenia związane z zabiegami chirurgicznymi, z użyciem cewnika moczowego, respiratora, jak również zakażenia HBV, HCV, HIV [18, 55].

Wzrost świadomości na temat rozprzestrzeniania się oporności na środki biobójcze wśród patogenów sprawia, że coraz więcej uwagi zaczyna się poświęcać działaniom praktycznym związanym ze skuteczną dekontaminacją środków ochrony osobistej zanieczyszczonych drobnoustrojami patogennymi [24, 26, 55], przestrzeganiu odpowiedniej higieny rąk, która jest kluczowym elementem strategii zapobiegania zakażeniom związanym z opieką zdrowotną [31, 54] oraz inwestuje w środki na rzecz wzmocnienia infrastruktury, które mają pomóc w zapobieganiu i kontroli zakażeń.

Dezynfekcja

Dezynfekcja jest ważnym elementem w profilaktyce i zwalczaniu zakażeń m.in. wirusowych, który stanowi podstawę zabiegów sanitarnych oraz procesów utrzymania higieny w placówkach medycznych, takich jak szpitale, przychodnie, gabinety stomatologiczne, itd. [7, 41]. Według „Wielkiego Słownika Medycznego” [25] dezynfekcja to niszczenie w środowisku zewnętrznym zarazków chorobotwórczych za pomocą środków chemicznych lub czynników fizycznych. Nowsza definicja podawana przez Centers for Disease Control and Prevention (CDC) mówi, iż dezynfekcja to proces, który eliminuje większość lub wszystkie drobnoustroje chorobotwórcze, z wyłączeniem spor bakteryjnych, na obiektach nieożywionych w celu zapobiegania zakażeniu [40]. W placówkach opieki medycznej dezynfekcja jest prowadzona przy użyciu metod chemicznych lub fizycznych. Zatem głównym celem dezynfekcji jest eliminacja lub redukcja drobnoustrojów do takiego poziomu, że zdezynfekowany obiekt nie może być dłużej źródłem zakażenia. Ze względu na czas, w którym jest prowadzona dezynfekcja, może ona mieć charakter: 1) bieżący, gdy podejmowana jest w ogniskach zakażenia, np. bezpośrednio w otoczeniu osoby chorej/nosiciela oraz w środowisku osób chorych/nosicieli w celu zabicia zarazków chorobotwórczych w wydalinach i wydzielinach lub 2) końcowy, gdy przeprowadzana jest w otoczeniu osoby zakaźnie chorej po usunięciu jej z pomieszczenia albo po zakończeniu choroby i okresu zakaźności [40].

Biorąc pod uwagę zakres działania, procesy dezynfekcji możemy podzielić na [39, 40]:

Wysokiego poziomu – inaktywowane są wszystkie drobnoustroje, z wyłączeniem dużej liczby spor bakteryjnych.

Średniego poziomu – niszczone są formy wegetatywne bakterii, prątki, większość wirusów i grzybów, ale nie spory bakteryjne.

Niskiego poziomu – niszczone są formy wegetatywne bakterii, niektóre wirusy i grzyby, ale nie prątki i spory bakteryjne.

Przykładowo: dezynfekcja wysokiego poziomu obowiązuje przy odkażaniu wszystkich narzędzi, sprzętu medycznego i przedmiotów, które podczas zabiegów naruszają lub mogą naruszać tkanki miękkie i tkankę kostną; mają kontakt z jamami ciała, z uszkodzonymi i nieuszkodzonymi błonami śluzowymi oraz uszkodzoną skórą i ranami. Natomiast dezynfekcja niskiego poziomu dotyczy np. przedmiotów i narzędzi, które wchodzą w kontakt z nieuszkodzoną skórą [39, 40].

Proces dezynfekcji może być przeprowadzany różnymi metodami:

Dezynfekcja metodami fizycznymi: 1) termiczna, przebiegająca z wykorzystaniem wody, pary wodnej lub suchego powietrza o wysokiej temperaturze oraz 2) nietermiczna, np. filtracja [27] lub promieniowanie ultrafioletowe (UV) stosowane głównie do dezynfekcji powietrza, wody i przede wszystkim nieosłoniętych powierzchni. Skuteczność promieniowania ultrafioletowego (UVC) do dezynfekcji powierzchni zanieczyszczonych wirusami potwierdziły m.in. badania prowadzone z MERS-CoV [3]. Opisano również proces fizycznej dezynfekcji z wykorzystaniem promieniowania UV w badaniach z wirusem adeno i kocim kaliciwirusem będącym modelem w badaniach nad kontaminacją norowirusami [14, 37, 49]. Dezynfekcja wykorzystująca promieniowanie ultrafioletowe o długości fali 253,7 nm jest ważną techniką inaktywacji dsDNA i ssRNA wirusów w wodzie [5].

Dezynfekcja termiczno-chemiczna, która jest połączeniem działania środka chemicznego oraz podwyższonej temperatury (najczęściej w zakresie 50–70°C). Służy np. do dezynfekcji tekstyliów, sprzętu wrażliwego na wysoką temperaturę, dezynfekcji narzędzi stomatologicznych [19, 46].

Dezynfekcja chemiczna, polega na zastosowaniu szerokiej gamy związków chemicznych o różnych właściwościach. W obszarze medycznym środki dezynfekcyjne mają charakter jednoskładnikowy lub zawierają wiele składników połączonych w różnych kombinacjach. Do najczęściej stosowanych substancji aktywnych należą: alkohole, chlor i jego związki, formaldehyd, aldehyd glutarowy, nadtlenek wodoru, jodofory, kwas nadoctowy, fenole, czwartorzędowe związki amoniowe (Tabela I). Celem użycia środków chemicznych jest przede wszystkim dezynfekcja powierzchni, narzędzi i rąk. W przypadku całych pomieszczeń np. szpitalnych może być wykorzystywana dezynfekcja fumigacyjna, czyli zamgławianie pomieszczeń mgłą mikrozolową, która zawiera chemiczny środek dezynfekcyjny lub dezynfekcja poprzez ozonowanie. Stosowanie chemicznych środków dezynfekcyjnych do dekontaminacji urządzeń medycznych oraz ukierunkowanej dezynfekcji powierzchni środowiskowych ma ogromne znaczenie dla ograniczania transmisji patogenów oraz kontroli zakażeń związanych z opieką zdrowotną [47].

Charakterystyka głównych substancji aktywnych stosowanych w chemicznych środkach dezynfekcyjnych o aktywności wirusobójczej

Substancja / spektrum i sposób dzialania/przykładowe zastosowanieZaletyWady
Alkohole (głównie alkohol etylowy, izopropylowy i n-propylowy)

Bakteriobójcze, grzybobójcze, wiruso-bójcze (do pewnego zakresu, w zależności od stężenia i rodzaju alkoholu).

Sposób dzialania oparty na denaturacji białek

Do dezynfekcji malych powierzchnii narzędzi (np. stetoskopów, termometrów, nożyczek opatrunk.)

Szybki czas działania

Dobra kompatybilność materialowa (nie powodują korozji, nie barwią)

Nie pozostawiają toksycznych pozostałości

Są biodegradowalne

Podlegają wpływom zanieczyszczeń organicznych

Mogą powodować uszkodzenia niektórych narzędzi, puchnięcie gumy, niszczenie kleju i są łatwopalne (ryzyko zapłonu i wybuchu przy dezynfekcji dużych powierzchni)

Szybko parują co może utrudniać osiąg-nięcie wymaganego czasu kontaktu

Mogą powodować podraznienia oczu i skóry, gdy są uzywane w duzych ilościach i w zamkniętej przestrzeni

Chlorizwiązki chloru (np. podchloryn sodu)

Pełne spektrum dzialania1).

Dokładny mechanizm działania nie jest znany. Działanie bójcze chloru może być wynikiem wielu czynników m.in. chloro-wania pierścienia aromatycznego amino-kwasów, hamowania reakcji enzymatycz-nych, zmniejszenia syntezy ATP, denatura-cji, inaktywacji kwasów nukleinowych, itd.

Do dezynfekcji wody, do dezynfekcji narzędzi i odpadów medycznych w zakładach opieki zdrowotnej.

Szybki czas działania

Niepalne i relatywnie stabilne

Nie pozostawiają toksycznych pozostałości

Skutecznosc nie jest uzalezniona od twardosci wody

Brak niekorzystnych efektów dla środowiska

Mogą podrażniać błony śluzowe, posiadać nieprzyjemny zapach, drażniący przy wyższych stężeniach i Uwalniać toksyczny gaz chlorowy po zmieszaniu z amoniakiem lub kwasem

Powodują korozję metali i odbarwienia tkanin

Są inaktywowane przez zanieczyszczenia organiczne

Niebezpieczenstwo wytwarzania się trichlorometanu w kontakcie podchlorynu z gorącą wodą

Formaldehyd

Pelne spektrum działlania1).

Wpływa na białko poprzez alkilowanie grup aminowej i sulfydrylowej oraz wpływa na syntezę kwasów nukleinowych.

Wykorzystanie go w obszarze medycznym jest ograniczone.

Szeroki zakres dzialania bójczego

Uzywany w niskich stężeniach

Posiada ostry, nieprzyjemny zapach oraz właściwości alergizujące i drazniące

Potencjalny czynnik karcynogenny, wiązany z rakiem nosa i płuc

Aldehyd glutarowy

Pelne spektrum działania1).

Dziaąa poprzez reakcję alkilacji grup sulfydrylowych, aminowych i karboksylo-wych, zmianę DNA i RNA i syntezy białka.

Używany najczęściej jako środek dezynfekcyjny wysokiego poziomu do sprzętu medycznego.

Nie podlega wpływom zanieczyszczeń organicznych

Dobra kompatybilność materialowa (nie powoduje korozji sprzętu, nie niszczy gumy i plastiku, itd.)

Uzywany w niskich stężeniach

Opary posiadają właściwości drazniące dla układu oddechowego, może powodować alergiczne kontaktowe zapalenie skóry

Nieprzyjemny i drazniący zapach

Ograniczone zastosowanie w dezynfekcji powierzchni ze względu na toksyczność

Aldehyd ortofalowy (OPA)

Pełne spektrum działania1).

Działa poprzez bezpośrednią reakcję z aminokwasami, białkami i kwasami nukleinowymi.

Środek dezynfekcyjny wysokiego poziomu.

Stabilny w szerokim zakresie pH (3–9)

Ledwo wyczuwalny zapach

Szybkie dzialanie nie wymagające aktywacji

Dobra zgodność materiałowa

Nie ma właściwości karcynogennych, ale poleca się uzywanie go w dobrze wentylowanej przestrzeni.

Barwi białka na szaro w tym niechroniona skórę, błony śluzowe, itd

Moze powodować podraznienia oczu przy bezpośrednim kontakcie

Aktywność sporobójcza wymaga długiego czasu kontaktu

Nadtlenek wodoru

Pełne spektrum działania1).

Działa poprzez tworzenie destrukcyjnych rodników hydroksylowych atakujących błony lipidowe i DNA.

Głównie do dezynfekcji narzędzi i powierzchni nieozywionych.

Szybki czas dzialania i nie wymaga aktywacji

Nie posiada nieprzyjemnego zapachu, właściwości drazniących i nie barwi

Nie powoduje koagulacji krwi

Nie utrwala tkanki, jest biodegradowalny

Przy bezpośrednim kontakcie może powodować powazne uszkodzenia oczu

Droższy niż inne środki dezynfekcyjne

W niskich stężeniach nie posiada aktywności sporobójczej

Jest utleniaczem dla wyrobów metalowych

Kwas nadoctowy (PAA)

Pełne spektrum działania1).

Mechanizm działania nie jest w pelni poznany, ale przypuszcza się, że dziala on m.in. poprzez denaturację białka.

Do dezynfekcji niektórych narzędzi poprzez zanurzenie.

Szybki czas działania i nie wymaga aktywacji

Brak szkodliwych produktów rozkladu

Skuteczny w obecności substancji organicznych

Kompatybilny z wieloma materialami

Nie powoduje koagulacji krwi i utrwalenia tkanek na powierzchni

Sporobójczy nawet w niskich temperaturach

Przy bezpośrednim kontakcie ze stężonymi roztworami może dochodzić do poważnego uszkodzenia skóry i oczu oraz podraznienia blon sluzowych

Może powodować korozję miedzi, mosiądzu, stali oraz galwanizowanego żelaza (skutki sa zależne od pH)

Roztwór jest niestabilny

Jodofory (głównie jodopowidon)

Bakteriobójcze, wirusobójcze, grzybobójcze.

Działają poprzez zakłócenie syntezy białka i struktury kwasu nukleinowego oraz zablokowanie wolnych grup sulfydrylowych w enzymach.

Używane głównie jako środki antysep-tyczne, rzadziej jako środek do dezynfekcji sprzętu medycznego, np. termometrów.

Niepalny

Nie barwi

Nie ma właściwości drazniacych i toksycznych

Działa niekorzystnie na silikon

Nie ma właściwości sporobójczych

Fenole

Bakteriobójcze, wirusobójcze (pelny zakres), grzybobójcze.

W wysokich stezeniach działa jak trucizna protoplazmatyczna wytrącająca białka.

Uzywane jako środki do dezynfekcji np. powierzchni (laboratoryjnych i narzędzi medycznych należących do grupy niskiego ryzyka).

Niepalne

Nie barwią

Dopuszczone do uzycia na powierzchniach srodowiskowych

Są absorbowane przez materiały porowate i pozostałości moga podrazniać tkanki

Niektóre fenole moga powodować depigmentację skóry

Nie są sporobójcze

Pochodne aminowe (np. czwartorzędowe związki amoniowe, glukoprotamina)

Bakteriobójcze, grzybobójcze, wiruso-bójcze wobec wirusów oslonkowych.

Aktywność hydrofobowa skuteczna wobec wirusów oslonkowych.

Niektóre moga być uzywane do dezynfekcji sprzętu medycznego, który ma kontakt z nieuszkodzoną skórą, np. rekawy aparatów do mierzenia ciśnienia. Do dezynfekcji niektórych powierzchni jak meble, podłogi, ściany.

Dobre własciwości myjące

Kompatybilne materiałowo z różnymi powierzchniami

Słabe działanie w obecności białka i wysokiej twardości wody

Niektóre mogą wywoływać reakcje alergiczne

Słabo biodegradowalne

– Pełne spektrum działania oznacza aktywność wobec szerokiego spektrum drobnoustrojów, włączając w to bakterie, wirusy, grzyby, spory. część I – na podstawie [3841, 55].

Skuteczność procesu dezynfekcji

Proces dezynfekcji jest złożonym procesem, na skuteczność którego ma wpływ wiele czynników [40, 55]:

Zróżnicowana wrażliwość drobnoustrojów (Ryc. 1). Pod tym względem wirusy zostały sklasyfikowane w 3 grupach w oparciu o ich strukturę i lipofilność: 1. wirusy osłonkowe – bardzo wrażliwe na środki dezynfekcyjne; 2. duże wirusy bezosłonkowe – charakteryzujące się średnią wrażliwością na dezynfektanty oraz 3. małe wirusy bezosłonkowe – o wysokiej oporności na procesy dezynfekcji [28].

Liczba drobnoustrojów w dezynfekowanym obszarze. Im większa jest liczba zakaźnych cząstek tym więcej czasu potrzebuje środek dezynfekcyjny do ich inaktywacji, przy stałej wartości innych czynników (stężenie preparatu, temperatura, pH, itd.).

Dostępność do skażonych powierzchni. Złożone urządzenia medyczne, jak również narzędzia posiadające szczeliny, kanaliki, liczne połączenia są dużo trudniejsze do dezynfekcji niż urządzenia o płaskich powierzchniach.

Skład produktu (wzajemne oddziaływania składników) i jego stabilność (niektóre z środków dezynfekcyjnych mogą być niestabilne w „stężeniu roboczym” i mogą być w tej formie przechowywane i używane tylko przez ściśle określony czas).

Stężenie środka dezynfekcyjnego, które jest konieczne do osiągnięcia spodziewanego działania biobójczego.

Warunki w których zachodzi proces dezynfekcji (temperatura, pH, względna wilgotność, twardość wody). Aktywność większości (są wyjątki) środków dezynfekcyjnych wzrasta wraz ze wzrostem temperatury. Z drugiej strony, zbyt wysoka temperatura może powodować rozkład środka dezynfekcyjnego i osłabienie jego aktywności. Wzrost pH środowiska, w którym zachodzi dezynfekcja, poprawia aktywność niektórych preparatów jak aldehyd glutarowy i czwartorzędowe związki amoniowe, ale obniża aktywność fenoli, podchlorynów i jodu. Względna wilgotność ma wpływ na aktywność środków gazowych, a zbyt duża twardość wody może obniżać skuteczność niektórych związków.

Obecność biofilmu na dezynfekowanej powierzchni, który może chronić drobnoustroje przed działaniem środka dezynfekcyjnego.

Obecność organicznych i nieorganicznych zanieczyszczeń. Substancje organiczne (w postaci surowicy, krwi, ropy, kału, śluzu, itp.) mogą obniżać aktywność środka dezynfekcyjnego poprzez tworzenie z nim kompleksów o niższej/braku skuteczności lub mogą chronić drobnoustroje przed działaniem środka dezynfekcyjnego tworząc barierę (osłonę) fizyczną. Substancje nieorganiczne mogą chronić drobnoustroje przez np. zamknięcie ich w kryształach soli.

Czas kontaktu patogenu ze środkiem dezynfekcyjnym, czyli czas, w którym środek dezynfekcyjny jest w bezpośrednim kontakcie z dezynfekowanym obiektem. W przypadku dezynfekcji powierzchni rzeczywisty czas kontaktu to okres od momentu aplikacji na nią środka do momentu całkowitego jego wysuszenia. Dobór odpowiedniego czasu kontaktu jest niezwykle istotny w przypadku dezynfekcji wyrobów medycznych, przede wszystkim narzędzi, o złożonej budowie, w przypadku których wypełnienie wszystkich wewnętrznych kanałów wymaga czasu. Ma tu znaczenie całkowite zanurzenie narzędzi w środku dezynfekcyjnym oraz brak wytworzenia się kieszeni powietrznych. Narzędzia, które w trakcie procesu unoszą się na powierzchni środka nie są prawidłowo dezynfekowane.

Ryc. 1.

Wrażliwość/oporność drobnoustrojów i prionów na dezynfekcję

Objaśnienia: (1) – Wirusy osłonkowe, np. wirus grypy ptasiej H5N1, HBV, HCV, HIV, SARS-CoV, wirus Ebola, (2) – Duże wirusy bezosłonkowe, np. Adenowirusy, Papillomawirusy, Rotawirusy, (3) – Małe wirusy bezosłonkowe, np. Enterowirus 71, Norowirus, Poliowirus, Parwowirus B191, na podstawie: [21, 40, 43].

Wymagania stawiane środkom dezynfekcyjnym

Środek dezynfekcyjny poza tym, że wymaga odpowiedniego stosowania musi też spełniać określone kryteria [40, 41], z których przede wszystkim należy wymienić:

Szybkość działania, czyli skuteczność w krótkim czasie kontaktu.

Trwałość, czyli stabilność zarówno w formie stężonej – koncentrat, jak i w formie rozcieńczonej, przeznaczonej do użycia.

Nie uleganie wpływom czynników środowiskowych, co oznacza zachowanie aktywności np. w obecności obciążenia organicznego jak krew, plwocina, kał.

Brak toksyczności – nie powinien posiadać właściwości drażniących i wywoływać reakcji alergicznych (zwłaszcza astmy i zapalenia skóry) oraz wskazane jest, aby posiadał akceptowalny dla użytkownika zapach.

„Kompatybilność” materiałowa co oznacza, że nie powoduje korozji narzędzi i powierzchni, pogorszenia stanu tkanin, gumy, tworzyw sztucznych i innych materiałów.

Niepalność – powinien mieć temperaturę zapłonu powyżej 150°F (ok. 65oC).

Brak negatywnego wpływu na środowisko (ekologiczny).

Łatwość stosowania (czytelne instrukcje na etykiecie) i w miarę możliwości dostępność w wielu postaciach, np. nasączone chusteczki, spray.

Szerokie spektrum działania uwzględniające bakterie, w tym prątki, wirusy, grzyby.

Badanie aktywności wirusobójczej środków dezynfekcyjnych

Ponieważ środki dezynfekcyjne odgrywają istotną rolę w przerwaniu łańcucha zakażenia wirusowego w czasie opieki nad pacjentem w szpitalu, czy podczas rutynowej praktyki lekarskiej, powinny one posiadać odpowiednią aktywność wirusobójczą potwierdzoną przy pomocy uznanych i dobrze zaprojektowanych metod badawczych [48]. Błędne określenie aktywności środka dezynfekcyjnego może prowadzić do stosowania produktu o nieodpowiednich parametrach (stężenie, czas kontaktu) i w konsekwencji do braku eliminacji wirusów w dezynfekowanym obszarze. Dlatego metodyka określania aktywności wirusobójczej, podobnie jak bakteriobójczej i grzybobójczej, produktów przeznaczonych do użycia w różnych obszarach (medycznym, weterynaryjnym, spożywczym, przemysłowym) została opisana w normach obowiązujących w UE. Metodykę badania działania wirusobójczego produktów stosowanych w obszarze medycznym opisuje obowiązująca aktualnie (lipiec 2018) norma PN-EN 14476:2013 + A1:2015 „Chemiczne środki dezynfekcyjne i antyseptyczne – Ilościowa zawiesinowa metoda określania wirusobójczego działania w obszarze medycznym – Metoda badania i wymagania (Faza 2/Etap 1)” [33]. W niniejszej Normie Europejskiej opisano metodę zawiesinową do ustalania, czy chemiczny środek dezynfekcyjny lub antyseptyczny ma działanie wirusobójcze w obszarze i sytuacjach opisanych w zakresie normy. Norma PN-EN 14476 stosuje się do produktów używanych w obszarze medycznym, w sytuacjach, w których dezynfekcja jest wskazana ze względów medycznych: 1) w czasie opieki nad pacjentem w szpitalach, zakładach opieki medycznej, gabinetach dentystycznych, przychodniach szkolnych, żłobkach, przedszkolach, domach opieki; 2) w miejscu pracy i w domu; 3) może również dotyczyć zakładów usługowych, takich jak pralnie i kuchnie, które dostarczają produkty bezpośrednio do pacjenta.

Minimalne i dodatkowe warunki badania, stosowane obligatoryjne modele wirusowe oraz wytyczne dotyczące parametrów badania stosowane w metodyce opisanej w normie przedstawiono w Tabeli II. Zasadą badania jest określenie zdolności produktu do inaktywacji wirusa na podstawie spadku jego miana zakaźnego. Jako kryterium wirusobójczego działania badanego produktu wobec danego wirusa przyjmuje się spadek jego miana zakaźnego o co najmniej 4 log co jest równoznaczne z utratą zakaźności wirusa na poziomie 99,99%.

Wytyczne normy PN-EN 14476 dotyczące badania aktywności wirusobójczej środków dezynfekcyjnych stosowanych w obszarze medycznym

Warunki badaniaHigieniczna dezynfekcja rąk metodą wcierania i higieniczne mycie rąkDezynfekcja narzędziDezynfekcja powierzchniDezynfekcja tekstyliów
Minimalny zakres badanych wirusówPelny zakres aktywnosci wirusobójczej:

Wirus polio

Wirus adeno

Mysi norowirus

Ograniczony zakres aktywnosci wirusobójczej:

Wirus adeno

Mysi norowirus

Dzialanie wirusobójcze na wirusy oslonkowe:

Wirus krowianki

Wirus polio

Wirus adeno

Mysi norowirus

Gdy temp. 40°C lub wyzsża tylko mysi parwowirus

Wirus polio

Wirus adeno

Mysi norowirus

Mysi parwowirus
DodatkowyKażdy istotny, stosowny model wirusowy
Temperatura badaniaZgodnie z rekomendacją wytwórcy, ale w/pomiędzy
20°C20°C a 70°C4°C a 30°C30°C a 70°C
Czas kontaktuZgodnie z rekomendacją wytwórcy
ale pomiędzy 30 i 120 sekundale nie dłużej niż 60 minutale nie dłużej niż 5 lub 60 minutale nie dłużej niż 20 minut
Substancja obciążająca (szczegółowy opis wyboru warunków badania jest umieszczony w normie)

Warunki czyste badania to 0,3 g/l albuminy surowicy bydlęcej (BSA)

Warunki brudne badania to zawiesina erytrocytów baranich w roztworze albuminy bydlęcej (końcowe stężenie erytrocytów baranich i albuminy w procedurze badania wynosi odpowiednio – 3 ml/litr i 3 g/litr)

Dodatkowa substancja obciążająca – kazda istotna lub stosowna substancja

Na podstawie [33].

Dezynfekcja przeciwwirusowa – aspekty praktyczne

Stosując środki dezynfekcyjne w obszarze medycznym należy pamiętać o tym, że:

W większości przypadków dany środek dezynfekcyjny jest zaprojektowany do stosowania w określony sposób i w ściśle określonym celu. Środki dezynfekcyjne nie są produktami uniwersalnymi przeznaczonymi do każdego zastosowania.

Przy przygotowywaniu produktu do dezynfekcji należy bezwzględnie przestrzegać instrukcji producenta, ponieważ przygotowanie zbyt niskiego stężenia lub zastosowanie zbyt krótkiego czasu kontaktu może prowadzić do nieskutecznej dezynfekcji, a zbyt wysokie stężenie może uszkadzać dezynfekowane powierzchnie i narzędzia lub negatywnie wpływać na personel.

Środki dezynfekcyjne stosowane w obszarze medycznym, zgodnie z obowiązującym w Polsce prawem, mogą należeć do różnych kategorii [11]: produkt biobójczy, czyli substancja czynna lub produkt zawierający co najmniej jedną substancję czynną; wyrób medyczny; produkt leczniczy lub kosmetyk.

Przykłady badania aktywności przeciwwirusowej niektórych związków chemicznych przedstawiono w Tabeli III.

Wyniki badań aktywności wirusobójczej wybranych związków

WirusBadany związekBadane stążenie i czas kontaktuWspółczynnik redukcji miana (RF)Piśmiennictwo
Test powierzchniowy
Adenowirus typ 5Aldehyd glutarowy500 ppm; 5 minut5,77 ± 1,23 log[36]
Etanol55% (v/v); 5 minut4,92 ± 1,11 log
N-propanol30% (v/v); 5 minut5,27 ± 0,87 log
Wzw C (HCV)N-propanol30%; 1 minuta> 4 log[12]
Izopropanol50%; 1 minuta> 4 log
Izopropanol40%; 5 minut> 4 log
Etanol60%; 1 minuta> 4 log
Etanol50%; 5 minut> 4 log
Wirus Ebola; wariant MakomaPodchloryn sodu0,5%; 5 minut> 4 log[10]
Etanol67%; 10 minut> 4 log
Test zawiesinowy
Mysi norowirusEtanol60%; 1 minuta> 4 log[4]
Izopropanol60%; 1 minuta> 4 log
Izopropanol80%; 0,5 minuty> 4 log[30]
N-propanol60%; 0,5 minuty4,24 log
SARS-CoV; izolat FFM-1Etanol78%; 0,5 minuty≥5,01 log[34]
Aldehyd glutarowy0,5%; 2 minuty≥4,01 log
Kaczy wzwB (DHBV)Etanol40%; 1 minuta≥ 4,35 log[44]
Izopropanol40%; 1 minuta≥ 4,00 log
Kwas nadoctowy0,05%; 1 minuta≥ 4,08 log
Aldehyd glutarowy0,1%; 0,5 minuty≥ 4,05 log
Wirus grypy A H1N1; szczep A/NMS/33NaOH0,1 mol/L; 1 minuta≥ 6,55 log[22]
Etanol70%; 1 minuta≥ 4,84 log
N-propanol70%; 1 minuta≥ 5,06 log
Wirus Zika; szczep MR766Podchloryn sodu1%; 1 minuta> 4 log[29]
Aldehyd glutarowy2%; 1 minuta> 4 log
Etanol70%; 1 minuta> 4 log
Izopropanol70%; 1 minuta> 4 log
Drobny wirus mysi – MVM; mysi parwowirusAldehyd glutarowy2%; 10 minut> 4,4 log[15]
Kwas nadoctowy0,2%; 10 minut4,2 ± 0,1 log
Podchloryn sodu2500 ppm; 10 minut4,4 ± 0,1 log
Polio wirus typ 1; szczep LSc 2abAldehyd glutarowy2%; 10 minut> 4,6 log[15]
Kwas nadoctowy0,2%; 10 minut> 4,8 log
Podchloryn sodu2500 ppm; 10 minut4,5 ± 0,2 log
Wirus krowianki; szczep Ankara (MVA)Etanol50%; 1 minuta≥ 5,40 ± 0,36 log[35]
Izopropanol40%; 1 minuta≥ 5,40 ± 0,36 log
Kwas nadoctowy0,0025%; 1 minuta4,75 ± 0,31 log
Wirus krowianki; szczep Elstree (VACV)Etanol50%; 1 minuta≥ 4,38 ± 0,37 log[35]
Izopropanol40%; 1 minuta≥ 4,38 ± 0,37 log
Kwas nadoctowy0,005%; 1 minuta≥ 4,50 ± 0,38 log
Adenowirus typ 5Podchloryn sodu2500 ppm; 1 minuta> 4,1 log[15]
Kwas nadoctowy0,1%; 15 minut5,1 log[45]
Kwas nadoctowy0,2%; 5 minut≥ 5,6 log
Kwas nadoctowy0,5%; 2 minuty≥ 5,6 log
Wzw C (HCV)Aldehyd glutarowy0,5%; 1 minuta> 4 log[8]
Kwas nadoctowy0,05%; 1 minuta> 4 log
Wirus Ebola; szczep ZaireJodopowidon – roztwór10%; 15 sekund> 6 log[13]
Jodopowidon – preparat do wcierania w ręce7,5%; 15 sekund> 6 log
Enterowirus 71 (HEV71)Etanol95%; 10 minut5,78 ± 0,23 log[6]
Wirus herpes simplex typ 1Etanol62%; 0,5 minuty≥ 5 log[16]
Wirus paragrypy typ 2Etanol62%; 0,5 minuty≥ 4,39 log[16]
HIV-1Etanol62%; 0,5 minuty≥ 4,14 log[16]
Wirus grypy typ A H3N2; szczep A/Hong Kong/8/68Etanol62%; 0,5 minuty≥ 5 log[16]

Ryc. 1.

Wrażliwość/oporność drobnoustrojów i prionów na dezynfekcjęObjaśnienia: (1) – Wirusy osłonkowe, np. wirus grypy ptasiej H5N1, HBV, HCV, HIV, SARS-CoV, wirus Ebola, (2) – Duże wirusy bezosłonkowe, np. Adenowirusy, Papillomawirusy, Rotawirusy, (3) – Małe wirusy bezosłonkowe, np. Enterowirus 71, Norowirus, Poliowirus, Parwowirus B191, na podstawie: [21, 40, 43].
Wrażliwość/oporność drobnoustrojów i prionów na dezynfekcjęObjaśnienia: (1) – Wirusy osłonkowe, np. wirus grypy ptasiej H5N1, HBV, HCV, HIV, SARS-CoV, wirus Ebola, (2) – Duże wirusy bezosłonkowe, np. Adenowirusy, Papillomawirusy, Rotawirusy, (3) – Małe wirusy bezosłonkowe, np. Enterowirus 71, Norowirus, Poliowirus, Parwowirus B191, na podstawie: [21, 40, 43].

Charakterystyka głównych substancji aktywnych stosowanych w chemicznych środkach dezynfekcyjnych o aktywności wirusobójczej

Substancja / spektrum i sposób dzialania/przykładowe zastosowanieZaletyWady
Alkohole (głównie alkohol etylowy, izopropylowy i n-propylowy)

Bakteriobójcze, grzybobójcze, wiruso-bójcze (do pewnego zakresu, w zależności od stężenia i rodzaju alkoholu).

Sposób dzialania oparty na denaturacji białek

Do dezynfekcji malych powierzchnii narzędzi (np. stetoskopów, termometrów, nożyczek opatrunk.)

Szybki czas działania

Dobra kompatybilność materialowa (nie powodują korozji, nie barwią)

Nie pozostawiają toksycznych pozostałości

Są biodegradowalne

Podlegają wpływom zanieczyszczeń organicznych

Mogą powodować uszkodzenia niektórych narzędzi, puchnięcie gumy, niszczenie kleju i są łatwopalne (ryzyko zapłonu i wybuchu przy dezynfekcji dużych powierzchni)

Szybko parują co może utrudniać osiąg-nięcie wymaganego czasu kontaktu

Mogą powodować podraznienia oczu i skóry, gdy są uzywane w duzych ilościach i w zamkniętej przestrzeni

Chlorizwiązki chloru (np. podchloryn sodu)

Pełne spektrum dzialania1).

Dokładny mechanizm działania nie jest znany. Działanie bójcze chloru może być wynikiem wielu czynników m.in. chloro-wania pierścienia aromatycznego amino-kwasów, hamowania reakcji enzymatycz-nych, zmniejszenia syntezy ATP, denatura-cji, inaktywacji kwasów nukleinowych, itd.

Do dezynfekcji wody, do dezynfekcji narzędzi i odpadów medycznych w zakładach opieki zdrowotnej.

Szybki czas działania

Niepalne i relatywnie stabilne

Nie pozostawiają toksycznych pozostałości

Skutecznosc nie jest uzalezniona od twardosci wody

Brak niekorzystnych efektów dla środowiska

Mogą podrażniać błony śluzowe, posiadać nieprzyjemny zapach, drażniący przy wyższych stężeniach i Uwalniać toksyczny gaz chlorowy po zmieszaniu z amoniakiem lub kwasem

Powodują korozję metali i odbarwienia tkanin

Są inaktywowane przez zanieczyszczenia organiczne

Niebezpieczenstwo wytwarzania się trichlorometanu w kontakcie podchlorynu z gorącą wodą

Formaldehyd

Pelne spektrum działlania1).

Wpływa na białko poprzez alkilowanie grup aminowej i sulfydrylowej oraz wpływa na syntezę kwasów nukleinowych.

Wykorzystanie go w obszarze medycznym jest ograniczone.

Szeroki zakres dzialania bójczego

Uzywany w niskich stężeniach

Posiada ostry, nieprzyjemny zapach oraz właściwości alergizujące i drazniące

Potencjalny czynnik karcynogenny, wiązany z rakiem nosa i płuc

Aldehyd glutarowy

Pelne spektrum działania1).

Dziaąa poprzez reakcję alkilacji grup sulfydrylowych, aminowych i karboksylo-wych, zmianę DNA i RNA i syntezy białka.

Używany najczęściej jako środek dezynfekcyjny wysokiego poziomu do sprzętu medycznego.

Nie podlega wpływom zanieczyszczeń organicznych

Dobra kompatybilność materialowa (nie powoduje korozji sprzętu, nie niszczy gumy i plastiku, itd.)

Uzywany w niskich stężeniach

Opary posiadają właściwości drazniące dla układu oddechowego, może powodować alergiczne kontaktowe zapalenie skóry

Nieprzyjemny i drazniący zapach

Ograniczone zastosowanie w dezynfekcji powierzchni ze względu na toksyczność

Aldehyd ortofalowy (OPA)

Pełne spektrum działania1).

Działa poprzez bezpośrednią reakcję z aminokwasami, białkami i kwasami nukleinowymi.

Środek dezynfekcyjny wysokiego poziomu.

Stabilny w szerokim zakresie pH (3–9)

Ledwo wyczuwalny zapach

Szybkie dzialanie nie wymagające aktywacji

Dobra zgodność materiałowa

Nie ma właściwości karcynogennych, ale poleca się uzywanie go w dobrze wentylowanej przestrzeni.

Barwi białka na szaro w tym niechroniona skórę, błony śluzowe, itd

Moze powodować podraznienia oczu przy bezpośrednim kontakcie

Aktywność sporobójcza wymaga długiego czasu kontaktu

Nadtlenek wodoru

Pełne spektrum działania1).

Działa poprzez tworzenie destrukcyjnych rodników hydroksylowych atakujących błony lipidowe i DNA.

Głównie do dezynfekcji narzędzi i powierzchni nieozywionych.

Szybki czas dzialania i nie wymaga aktywacji

Nie posiada nieprzyjemnego zapachu, właściwości drazniących i nie barwi

Nie powoduje koagulacji krwi

Nie utrwala tkanki, jest biodegradowalny

Przy bezpośrednim kontakcie może powodować powazne uszkodzenia oczu

Droższy niż inne środki dezynfekcyjne

W niskich stężeniach nie posiada aktywności sporobójczej

Jest utleniaczem dla wyrobów metalowych

Kwas nadoctowy (PAA)

Pełne spektrum działania1).

Mechanizm działania nie jest w pelni poznany, ale przypuszcza się, że dziala on m.in. poprzez denaturację białka.

Do dezynfekcji niektórych narzędzi poprzez zanurzenie.

Szybki czas działania i nie wymaga aktywacji

Brak szkodliwych produktów rozkladu

Skuteczny w obecności substancji organicznych

Kompatybilny z wieloma materialami

Nie powoduje koagulacji krwi i utrwalenia tkanek na powierzchni

Sporobójczy nawet w niskich temperaturach

Przy bezpośrednim kontakcie ze stężonymi roztworami może dochodzić do poważnego uszkodzenia skóry i oczu oraz podraznienia blon sluzowych

Może powodować korozję miedzi, mosiądzu, stali oraz galwanizowanego żelaza (skutki sa zależne od pH)

Roztwór jest niestabilny

Jodofory (głównie jodopowidon)

Bakteriobójcze, wirusobójcze, grzybobójcze.

Działają poprzez zakłócenie syntezy białka i struktury kwasu nukleinowego oraz zablokowanie wolnych grup sulfydrylowych w enzymach.

Używane głównie jako środki antysep-tyczne, rzadziej jako środek do dezynfekcji sprzętu medycznego, np. termometrów.

Niepalny

Nie barwi

Nie ma właściwości drazniacych i toksycznych

Działa niekorzystnie na silikon

Nie ma właściwości sporobójczych

Fenole

Bakteriobójcze, wirusobójcze (pelny zakres), grzybobójcze.

W wysokich stezeniach działa jak trucizna protoplazmatyczna wytrącająca białka.

Uzywane jako środki do dezynfekcji np. powierzchni (laboratoryjnych i narzędzi medycznych należących do grupy niskiego ryzyka).

Niepalne

Nie barwią

Dopuszczone do uzycia na powierzchniach srodowiskowych

Są absorbowane przez materiały porowate i pozostałości moga podrazniać tkanki

Niektóre fenole moga powodować depigmentację skóry

Nie są sporobójcze

Pochodne aminowe (np. czwartorzędowe związki amoniowe, glukoprotamina)

Bakteriobójcze, grzybobójcze, wiruso-bójcze wobec wirusów oslonkowych.

Aktywność hydrofobowa skuteczna wobec wirusów oslonkowych.

Niektóre moga być uzywane do dezynfekcji sprzętu medycznego, który ma kontakt z nieuszkodzoną skórą, np. rekawy aparatów do mierzenia ciśnienia. Do dezynfekcji niektórych powierzchni jak meble, podłogi, ściany.

Dobre własciwości myjące

Kompatybilne materiałowo z różnymi powierzchniami

Słabe działanie w obecności białka i wysokiej twardości wody

Niektóre mogą wywoływać reakcje alergiczne

Słabo biodegradowalne

Wytyczne normy PN-EN 14476 dotyczące badania aktywności wirusobójczej środków dezynfekcyjnych stosowanych w obszarze medycznym

Warunki badaniaHigieniczna dezynfekcja rąk metodą wcierania i higieniczne mycie rąkDezynfekcja narzędziDezynfekcja powierzchniDezynfekcja tekstyliów
Minimalny zakres badanych wirusówPelny zakres aktywnosci wirusobójczej:

Wirus polio

Wirus adeno

Mysi norowirus

Ograniczony zakres aktywnosci wirusobójczej:

Wirus adeno

Mysi norowirus

Dzialanie wirusobójcze na wirusy oslonkowe:

Wirus krowianki

Wirus polio

Wirus adeno

Mysi norowirus

Gdy temp. 40°C lub wyzsża tylko mysi parwowirus

Wirus polio

Wirus adeno

Mysi norowirus

Mysi parwowirus
DodatkowyKażdy istotny, stosowny model wirusowy
Temperatura badaniaZgodnie z rekomendacją wytwórcy, ale w/pomiędzy
20°C20°C a 70°C4°C a 30°C30°C a 70°C
Czas kontaktuZgodnie z rekomendacją wytwórcy
ale pomiędzy 30 i 120 sekundale nie dłużej niż 60 minutale nie dłużej niż 5 lub 60 minutale nie dłużej niż 20 minut
Substancja obciążająca (szczegółowy opis wyboru warunków badania jest umieszczony w normie)

Warunki czyste badania to 0,3 g/l albuminy surowicy bydlęcej (BSA)

Warunki brudne badania to zawiesina erytrocytów baranich w roztworze albuminy bydlęcej (końcowe stężenie erytrocytów baranich i albuminy w procedurze badania wynosi odpowiednio – 3 ml/litr i 3 g/litr)

Dodatkowa substancja obciążająca – kazda istotna lub stosowna substancja

Wyniki badań aktywności wirusobójczej wybranych związków

WirusBadany związekBadane stążenie i czas kontaktuWspółczynnik redukcji miana (RF)Piśmiennictwo
Test powierzchniowy
Adenowirus typ 5Aldehyd glutarowy500 ppm; 5 minut5,77 ± 1,23 log[36]
Etanol55% (v/v); 5 minut4,92 ± 1,11 log
N-propanol30% (v/v); 5 minut5,27 ± 0,87 log
Wzw C (HCV)N-propanol30%; 1 minuta> 4 log[12]
Izopropanol50%; 1 minuta> 4 log
Izopropanol40%; 5 minut> 4 log
Etanol60%; 1 minuta> 4 log
Etanol50%; 5 minut> 4 log
Wirus Ebola; wariant MakomaPodchloryn sodu0,5%; 5 minut> 4 log[10]
Etanol67%; 10 minut> 4 log
Test zawiesinowy
Mysi norowirusEtanol60%; 1 minuta> 4 log[4]
Izopropanol60%; 1 minuta> 4 log
Izopropanol80%; 0,5 minuty> 4 log[30]
N-propanol60%; 0,5 minuty4,24 log
SARS-CoV; izolat FFM-1Etanol78%; 0,5 minuty≥5,01 log[34]
Aldehyd glutarowy0,5%; 2 minuty≥4,01 log
Kaczy wzwB (DHBV)Etanol40%; 1 minuta≥ 4,35 log[44]
Izopropanol40%; 1 minuta≥ 4,00 log
Kwas nadoctowy0,05%; 1 minuta≥ 4,08 log
Aldehyd glutarowy0,1%; 0,5 minuty≥ 4,05 log
Wirus grypy A H1N1; szczep A/NMS/33NaOH0,1 mol/L; 1 minuta≥ 6,55 log[22]
Etanol70%; 1 minuta≥ 4,84 log
N-propanol70%; 1 minuta≥ 5,06 log
Wirus Zika; szczep MR766Podchloryn sodu1%; 1 minuta> 4 log[29]
Aldehyd glutarowy2%; 1 minuta> 4 log
Etanol70%; 1 minuta> 4 log
Izopropanol70%; 1 minuta> 4 log
Drobny wirus mysi – MVM; mysi parwowirusAldehyd glutarowy2%; 10 minut> 4,4 log[15]
Kwas nadoctowy0,2%; 10 minut4,2 ± 0,1 log
Podchloryn sodu2500 ppm; 10 minut4,4 ± 0,1 log
Polio wirus typ 1; szczep LSc 2abAldehyd glutarowy2%; 10 minut> 4,6 log[15]
Kwas nadoctowy0,2%; 10 minut> 4,8 log
Podchloryn sodu2500 ppm; 10 minut4,5 ± 0,2 log
Wirus krowianki; szczep Ankara (MVA)Etanol50%; 1 minuta≥ 5,40 ± 0,36 log[35]
Izopropanol40%; 1 minuta≥ 5,40 ± 0,36 log
Kwas nadoctowy0,0025%; 1 minuta4,75 ± 0,31 log
Wirus krowianki; szczep Elstree (VACV)Etanol50%; 1 minuta≥ 4,38 ± 0,37 log[35]
Izopropanol40%; 1 minuta≥ 4,38 ± 0,37 log
Kwas nadoctowy0,005%; 1 minuta≥ 4,50 ± 0,38 log
Adenowirus typ 5Podchloryn sodu2500 ppm; 1 minuta> 4,1 log[15]
Kwas nadoctowy0,1%; 15 minut5,1 log[45]
Kwas nadoctowy0,2%; 5 minut≥ 5,6 log
Kwas nadoctowy0,5%; 2 minuty≥ 5,6 log
Wzw C (HCV)Aldehyd glutarowy0,5%; 1 minuta> 4 log[8]
Kwas nadoctowy0,05%; 1 minuta> 4 log
Wirus Ebola; szczep ZaireJodopowidon – roztwór10%; 15 sekund> 6 log[13]
Jodopowidon – preparat do wcierania w ręce7,5%; 15 sekund> 6 log
Enterowirus 71 (HEV71)Etanol95%; 10 minut5,78 ± 0,23 log[6]
Wirus herpes simplex typ 1Etanol62%; 0,5 minuty≥ 5 log[16]
Wirus paragrypy typ 2Etanol62%; 0,5 minuty≥ 4,39 log[16]
HIV-1Etanol62%; 0,5 minuty≥ 4,14 log[16]
Wirus grypy typ A H3N2; szczep A/Hong Kong/8/68Etanol62%; 0,5 minuty≥ 5 log[16]

Allegranzi B., Pittet D.: Role of hand hygiene in healthcare-associated infection prevention. J. Hosp. Infect. 73, 305–315 (2009)AllegranziB.PittetD.Role of hand hygiene in healthcare-associated infection preventionJ. Hosp. Infect.73305315200910.1016/j.jhin.2009.04.01919720430Search in Google Scholar

Barker J., Vipond I.B., Bloomfield S.F.: Effects of cleaning and disinfection in reducing the spread of norovirus contamination via environmental surfaces. J. Hosp. Infect. 58, 42–49 (2004)BarkerJ.VipondI.B.BloomfieldS.F.Effects of cleaning and disinfection in reducing the spread of norovirus contamination via environmental surfacesJ. Hosp. Infect.584249200410.1016/j.jhin.2004.04.02115350713Search in Google Scholar

Bedell K., Buchaklian A.H., Perlman S.: Efficacy of an automated multiple emitter whole-room ultraviolet-C disinfection system against coronaviruses MHV and MERS-CoV. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 37, 598–599 (2016)BedellK.BuchaklianA.H.PerlmanS.Efficacy of an automated multiple emitter whole-room ultraviolet-C disinfection system against coronaviruses MHV and MERS-CoVInfect. Control. Hosp. Epidemiol.37598599201610.1017/ice.2015.348536923126818469Search in Google Scholar

Belliot G., Lavaux A., Souihel D., Agnello D., Pothier P.: Use of murine norovirus as a surrogate to evaluate resistance of human norovirus to disinfectants. Appl. Environ. Microbiol. 74, 3315–3318 (2008)BelliotG.LavauxA.SouihelD.AgnelloD.PothierP.Use of murine norovirus as a surrogate to evaluate resistance of human norovirus to disinfectantsAppl. Environ. Microbiol.7433153318200810.1128/AEM.02148-07239495818378650Search in Google Scholar

Calgua B., Carratalà A., Guerrero-Latorre L., de Abreu Corrêa A., Kohn T., Sommer R., Girones R.: UVC inactivation of dsDNA and ssRNA viruses in water: UV fluences and a qPCR-based approach to evaluate decay on viral infectivity. Food Environ. Virol. 6, 260–268 (2014)CalguaB.CarratalàA.Guerrero-LatorreL.de Abreu CorrêaA.KohnT.SommerR.GironesR.UVC inactivation of dsDNA and ssRNA viruses in water: UV fluences and a qPCR-based approach to evaluate decay on viral infectivityFood Environ. Virol.6260268201410.1007/s12560-014-9157-124952878Search in Google Scholar

Chang S.C., Li W.C., Huang K.Y., Huang Y.C., Chiu C.H., Chen C.J., Hsieh Y.C., Kuo C.Y., Shih S.R., Lin T.Y.: Efficacy of alcohols and alcohol-based hand disinfectants against human enterovirus 71. J. Hosp. Infect. 83, 288–293 (2013)ChangS.C.LiW.C.HuangK.Y.HuangY.C.ChiuC.H.ChenC.J.HsiehY.C.KuoC.Y.ShihS.R.LinT.Y.Efficacy of alcohols and alcohol-based hand disinfectants against human enterovirus 71J. Hosp. Infect.83288293201310.1016/j.jhin.2012.12.01023399482Search in Google Scholar

Chidambaranathan A.S., Balasubramanium M.: Comprehensive review and comparison of the disinfection techniques currently available in the literature. J. Prosthodont. DOI:10.1111/jopr.12597 (2017)ChidambaranathanA.S.BalasubramaniumM.Comprehensive review and comparison of the disinfection techniques currently available in the literatureJ. Prosthodont.DOI:10.1111/jopr.12597201728422353Apri DOISearch in Google Scholar

Ciesek S., Friesland M., Steinmann J., Becker B., Wedemeyer H., Manns M.P., Steinmann J., Pietschmann T., Steinmann E.: How stable is the hepatitis C virus (HCV)? Environmental stability of HCV and its susceptibility to chemical biocides. J. Infect. Dis. 201, 1859–1866 (2010)CiesekS.FrieslandM.SteinmannJ.BeckerB.WedemeyerH.MannsM.P.SteinmannJ.PietschmannT.SteinmannE.How stable is the hepatitis C virus (HCV)? Environmental stability of HCV and its susceptibility to chemical biocidesJ. Infect. Dis.20118591866201010.1086/65280320441517Search in Google Scholar

Cobrado L., Silva-Dias A., Azevedo M.M., Rodrigues A.G.: High-touch surfaces: microbial neighbours at hand. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 36, 2053–2062 (2017)CobradoL.Silva-DiasA.AzevedoM.M.RodriguesA.G.High-touch surfaces: microbial neighbours at handEur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis.3620532062201710.1007/s10096-017-3042-4708777228647859Search in Google Scholar

Cook B.W.M., Cutts T.A., Nikiforuk A.M., Poliquin P.G., Court D.A., Strong J.E., Theriault S.S.: Evaluating environmental persistence and disinfection of the Ebola virus Makona variant. Viruses, 7, 1975–1986 (2015)CookB.W.M.CuttsT.A.NikiforukA.M.PoliquinP.G.CourtD.A.StrongJ.E.TheriaultS.S.Evaluating environmental persistence and disinfection of the Ebola virus Makona variantViruses719751986201510.3390/v7041975441168525875372Search in Google Scholar

Dalkowski P.: Dezynfekcja w medycynie – problemy prawne dawniej i dziś. Forum Zakażeń, 2015, 6, 65–68 (2015)DalkowskiP.Dezynfekcja w medycynie – problemy prawne dawniej i dziśForum Zakażeń201566568201510.15374/FZ2015008Search in Google Scholar

Doerrbecker J., Friesland M., Ciesek S., Erichsen T.J., Mateu-Gelabert P., Steinmann J., Steinmann J., Pietschmann T., Steinmann E.: Inactivation and survival of hepatitis C virus on inanimate surfaces. J. Infect. Dis. 204, 1830–1838 (2011)DoerrbeckerJ.FrieslandM.CiesekS.ErichsenT.J.Mateu-GelabertP.SteinmannJ.SteinmannJ.PietschmannT.SteinmannE.Inactivation and survival of hepatitis C virus on inanimate surfacesJ. Infect. Dis.20418301838201110.1093/infdis/jir535324781022013220Search in Google Scholar

Eggers M., Eickmann M., Kowalski K., Zorn J., Reimer K.: Povidone-iodine hand wash and hand rub products demonstrated excellent in vitro virucidal efficacy against Ebola virus and modified vaccinia virus Ankara, the new European test virus for enveloped viruses. BMC Infect. Dis. 15, 375 (2015)EggersM.EickmannM.KowalskiK.ZornJ.ReimerK.Povidone-iodine hand wash and hand rub products demonstrated excellent in vitro virucidal efficacy against Ebola virus and modified vaccinia virus Ankara, the new European test virus for enveloped virusesBMC Infect. Dis.15375201510.1186/s12879-015-1111-9457457826381737Search in Google Scholar

Eischeid A.C., Meyer J.N., Linden K.G.: UV disinfection of adenoviruses: molecular indications of DNA damage efficiency. Appl. Environ. Microbiol. 75, 23–28 (2009)EischeidA.C.MeyerJ.N.LindenK.G.UV disinfection of adenoviruses: molecular indications of DNA damage efficiencyAppl. Environ. Microbiol.752328200910.1128/AEM.02199-08261220718978087Search in Google Scholar

Eterpi M., McDonnell G., Thomas V.: Disinfection efficacy against parvoviruses compared with reference viruses. J. Hosp. Infect. 73, 64–70 (2009)EterpiM.McDonnellG.ThomasV.Disinfection efficacy against parvoviruses compared with reference virusesJ. Hosp. Infect.736470200910.1016/j.jhin.2009.05.01619646784Search in Google Scholar

Fendler E, Groziak P.: Efficacy of alcohol-based hand sanitizers against fungi and viruses. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 23, 61–62 (2002)FendlerEGroziakP.Efficacy of alcohol-based hand sanitizers against fungi and virusesInfect. Control. Hosp. Epidemiol.236162200210.1086/50345511893148Search in Google Scholar

Firquet S., Beaujard S., Lobert P-E., Sané F., Caloone D., Izard D., Hober D.: Survival of enveloped and non-enveloped viruses on inanimate surfaces. Microbes Environ. 30, 140–144 (2015)FirquetS.BeaujardS.LobertP-E.SanéF.CalooneD.IzardD.HoberD.Survival of enveloped and non-enveloped viruses on inanimate surfacesMicrobes Environ.30140144201510.1264/jsme2.ME14145446292325843687Search in Google Scholar

Ganavadiya R., Chandra Shekar B.R., Saxena V., Tomar P., Gupta R., Khandelwal G.: Disinfecting efficacy of three chemical disinfectants on contaminated diagnostic instruments: A randomized trial. Basic Clin. Pharma. 5, 98–104 (2014)GanavadiyaR.Chandra ShekarB.R.SaxenaV.TomarP.GuptaR.KhandelwalG.Disinfecting efficacy of three chemical disinfectants on contaminated diagnostic instruments: A randomized trialBasic Clin. Pharma.598104201410.4103/0976-0105.141946419494525316989Search in Google Scholar

Gerhardts A., Mucha H., Höfer D.: Testing linen disinfection procedures in practice with phage-charged-bioindicators. Int. J. Health Care Qual. Assur. 25, 519–531 (2012)GerhardtsA.MuchaH.HöferD.Testing linen disinfection procedures in practice with phage-charged-bioindicatorsInt. J. Health Care Qual. Assur.25519531201210.1108/0952686121124647622946235Search in Google Scholar

Han J.H., Sullivan N., Leas B.F., Pegues D.A., Kaczmarek J.L., Umscheid C.A.: Cleaning hospital room surfaces to prevent health care-associated infections: a technical brief. Ann. Intern. Med. 163, 598–607 (2015)HanJ.H.SullivanN.LeasB.F.PeguesD.A.KaczmarekJ.L.UmscheidC.A.Cleaning hospital room surfaces to prevent health care-associated infections: a technical briefAnn. Intern. Med.163598607201510.7326/M15-1192481266926258903Search in Google Scholar

Ijaz M.K., Rubino J.: Should test methods for disinfectants use vertebrate viruses dried on carriers to advance virucidal claims? Infect. Control Hosp. Epidemiol. 2, 192–194 (2008)IjazM.K.RubinoJ.Should test methods for disinfectants use vertebrate viruses dried on carriers to advance virucidal claims?Infect. Control Hosp. Epidemiol.2192194200810.1086/52644118179381Search in Google Scholar

Jeong E.K., Sung H.M., Kim I.S.: Inactivation and removal of influenza A virus H1N1 during the manufacture of plasma derivatives. Biologicals, 3, 652–657 (2010)JeongE.K.SungH.M.KimI.S.Inactivation and removal of influenza A virus H1N1 during the manufacture of plasma derivativesBiologicals3652657201010.1016/j.biologicals.2010.07.00720724179Search in Google Scholar

Karnik P.P., Dave N.M., Nataraj G., Gupta R., Garasia M.: Comparison of efficacy and cost-effectiveness of 0.55% ortho-phthalaldehyde and 2% glutaraldehyde for disinfection of laryngoscopes: A prospective pilot study. Indian J. Anaesth. 61, 490–493 (2017)KarnikP.P.DaveN.M.NatarajG.GuptaR.GarasiaM.Comparison of efficacy and cost-effectiveness of 0.55% ortho-phthalaldehyde and 2% glutaraldehyde for disinfection of laryngoscopes: A prospective pilot studyIndian J. Anaesth.61490493201710.4103/ija.IJA_22_17547491828655955Search in Google Scholar

Kingston LM, Slevin BL, O’Connell NH, Dunne C.P.: Attitudes and practices of Irish hospital-based physicians towards hand hygiene and hand rubbing using alcohol-based hand rub: a comparison between 2007 and 2015. J. Hosp. Infect. 97, 17–25 (2017)KingstonLMSlevinBLO’ConnellNHDunneC.P.Attitudes and practices of Irish hospital-based physicians towards hand hygiene and hand rubbing using alcohol-based hand rub: a comparison between 2007 and 2015J. Hosp. Infect.971725201710.1016/j.jhin.2017.05.01028532815Search in Google Scholar

Komender J., Mossakowski M.J., Orłowski T., Ostrowski K., Rudowski W., Trzebski A.: Wielki Słownik Medyczny. Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa, 1996KomenderJ.MossakowskiM.J.OrłowskiT.OstrowskiK.RudowskiW.TrzebskiA.Wielki Słownik MedycznyWydawnictwo Lekarskie PZWLWarszawa1996Search in Google Scholar

Lemmer K., Howaldt S., Heinrich R., Roder A., Pauli G., Dorner B.G., Pauly D., Mielke M., Schwebke I., Grunow R.: Test methods for estimating the efficacy of the fast-acting disinfectant peracetic acid on surfaces of personal protective equipment. J. Appl. Microbiol. 123, 1168–1183 (2017)LemmerK.HowaldtS.HeinrichR.RoderA.PauliG.DornerB.G.PaulyD.MielkeM.SchwebkeI.GrunowR.Test methods for estimating the efficacy of the fast-acting disinfectant peracetic acid on surfaces of personal protective equipmentJ. Appl. Microbiol.12311681183201710.1111/jam.1357528853204Search in Google Scholar

Lu R., Zhang C., Piatkovsky M., Ulbricht M., Herzberg M., Nguyen T.H.: Improvement of virus removal using ultrafiltration membranes modified with grafted zwitterionic polymer hydrogels. Water Res. 116, 86–94 (2017)LuR.ZhangC.PiatkovskyM.UlbrichtM.HerzbergM.NguyenT.H.Improvement of virus removal using ultrafiltration membranes modified with grafted zwitterionic polymer hydrogelsWater Res.1168694201710.1016/j.watres.2017.03.02328324709Search in Google Scholar

McDonnell G., Burke P.: Disinfection: is it time to reconsider Spaulding? J. Hosp. Infect. 78, 163–170 (2011)McDonnellG.BurkeP.Disinfection: is it time to reconsider Spaulding?J. Hosp. Infect.78163170201110.1016/j.jhin.2011.05.00221664533Search in Google Scholar

Müller J.A., Harms M., Schubert A., Jansen S., Michel D., Mertens T., Schmidt-Chanasit J., Münch J.: Inactivation and Environmental Stability of Zika Virus. Emerg. Infect. Dis. 22, 1685–1687 (2016)MüllerJ.A.HarmsM.SchubertA.JansenS.MichelD.MertensT.Schmidt-ChanasitJ.MünchJ.Inactivation and Environmental Stability of Zika VirusEmerg. Infect. Dis.2216851687201610.3201/eid2209.160664499436827367466Search in Google Scholar

Paulmann D., Steinmann J., Becker B., Bischoff B., Steinmann E., Steinmann J.: Virucidal activity of different alcohols against murine norovirus, a surrogate of human norovirus. J. Hosp. Infect. 79, 378–379 (2011)PaulmannD.SteinmannJ.BeckerB.BischoffB.SteinmannE.SteinmannJ.Virucidal activity of different alcohols against murine norovirus, a surrogate of human norovirusJ. Hosp. Infect.79378379201110.1016/j.jhin.2011.04.02921862176Search in Google Scholar

Pires D., Pittet D.: Hand hygiene mantra: teach, monitor, improve, and celebrate. J. Hosp. Infect. 95, 335–337 (2017)PiresD.PittetD.Hand hygiene mantra: teach, monitor, improve, and celebrateJ. Hosp. Infect.95335337201710.1016/j.jhin.2017.03.00928364826Search in Google Scholar

Pittet D., Allegranzi B., Sax H., Dharan S., Pessoa-Silva C.L., Donaldson L., Boyce J.M. WHO Global Patient Safety Challenge, World Alliance for Patient Safety: Evidence-based model for hand transmission during patient care and the role of improved practices. Lancet Infect. Dis. 6, 641–652 (2006)PittetD.AllegranziB.SaxH.DharanS.Pessoa-SilvaC.L.DonaldsonL.BoyceJ.M.WHO Global Patient Safety Challenge, World Alliance for Patient SafetyEvidence-based model for hand transmission during patient care and the role of improved practicesLancet Infect. Dis.6641652200610.1016/S1473-3099(06)70600-4Search in Google Scholar

PN-EN 14476+A1:2015-10: Chemiczne środki dezynfekcyjne i antyseptyczne – Ilościowa zawiesinowa metoda określania wirusobójczego działania w obszarze medycznym – Metoda badania i wymagania (Faza 2/Etap 1) (28.09.2016)PN-EN 14476+A1:2015-10Chemiczne środki dezynfekcyjne i antyseptyczne – Ilościowa zawiesinowa metoda określania wirusobójczego działania w obszarze medycznym – Metoda badania i wymagania(Faza 2/Etap 1) (28.09.2016)Search in Google Scholar

Rabenau H.F., Cinatl J., Morgenstern B., Bauer G., Preiser W., Doerr H.W.: Stability and inactivation of SARS coronavirus. Med. Microbiol. Immunol. 194, 1–6 (2005)RabenauH.F.CinatlJ.MorgensternB.BauerG.PreiserW.DoerrH.W.Stability and inactivation of SARS coronavirusMed. Microbiol. Immunol.19416200510.1007/s00430-004-0219-0708668915118911Search in Google Scholar

Rabenau H.F., Rapp I., Steinmann J.: Can vaccinia virus be replaced by MVA virus for testing virucidal activity of chemical disinfectants? BMC Infect. Dis. 10, 185 (2010)RabenauH.F.RappI.SteinmannJ.Can vaccinia virus be replaced by MVA virus for testing virucidal activity of chemical disinfectants?BMC Infect. Dis.10185201010.1186/1471-2334-10-185290809620573218Search in Google Scholar

Rabenau H.F., Steinmann J., Rapp I., Schwebke I., Eggers M.: Evaluation of a virucidal quantitative carrier test for surface disinfectants. PLoS One, 9, e86128 (2014)RabenauH.F.SteinmannJ.RappI.SchwebkeI.EggersM.Evaluation of a virucidal quantitative carrier test for surface disinfectantsPLoS One9e86128201410.1371/journal.pone.0086128390349424475079Search in Google Scholar

Rattanakul S., Oguma K., Takizawa S.: Sequential and simultaneous applications of UV and chlorine for adenovirus inactivation. Food Environ. Virol. 7, 295–304 (2015)RattanakulS.OgumaK.TakizawaS.Sequential and simultaneous applications of UV and chlorine for adenovirus inactivationFood Environ. Virol.7295304201510.1007/s12560-015-9202-826006252Search in Google Scholar

Rutala W.A., Weber D.J.: Disinfection and sterilization in health care facilities: what clinicians need to know. Clin. Infect. Dis. 39, 702–709 (2004)RutalaW.A.WeberD.J.Disinfection and sterilization in health care facilities: what clinicians need to knowClin. Infect. Dis.39702709200410.1086/42318215356786Search in Google Scholar

Rutala W.A., Weber D.J.: Disinfection and sterilization: an overview. Am. J. Infect. Control, 41, S2–S5 (2013)RutalaW.A.WeberD.J.Disinfection and sterilization: an overviewAm. J. Infect. Control41S2S5201310.1016/j.ajic.2012.11.00523622742Search in Google Scholar

Rutala W.A., Weber D.J.: Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC). Guideline for disinfection and sterilization in healthcare facilities. CDC, 2008.RutalaW.A.WeberD.J.Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC)Guideline for disinfection and sterilization in healthcare facilitiesCDC2008Search in Google Scholar

Rutala W.A., Weber D.J.: Selection of the ideal disinfectant. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 35, 855–865 (2014)RutalaW.A.WeberD.J.Selection of the ideal disinfectantInfect. Control Hosp. Epidemiol.35855865201410.1086/67687724915214Search in Google Scholar

Sassi H.P., Sifuentes L.Y., Koenig D.W., Nichols E., Clark-Greuel J., Wong L.F., McGrath K., Gerba C.P., Reynolds K.A.: Control of the spread of viruses in a long-term care facility using hygiene protocols. Am. J. Infect. Contr. 43, 702–706 (2015)SassiH.P.SifuentesL.Y.KoenigD.W.NicholsE.Clark-GreuelJ.WongL.F.McGrathK.GerbaC.P.ReynoldsK.A.Control of the spread of viruses in a long-term care facility using hygiene protocolsAm. J. Infect. Contr.43702706201510.1016/j.ajic.2015.03.01225944726Search in Google Scholar

Sattar S.A.: Hierarchy of susceptibility of viruses to environmental surface disinfectants: a predictor of activity against new and emerging viral pathogens. J. AOAC Int. 90, 1655–1658 (2007)SattarS.A.Hierarchy of susceptibility of viruses to environmental surface disinfectants: a predictor of activity against new and emerging viral pathogensJ. AOAC Int.9016551658200710.1093/jaoac/90.6.1655Search in Google Scholar

Sauerbrei A., Schacke M., Glück B., Bust U., Rabenau H.F., Wutzler P.: Does limited virucidal activity of biocides include duck hepatitis B virucidal action? BMC Infect. Dis. 12, 276 (2012)SauerbreiA.SchackeM.GlückB.BustU.RabenauH.F.WutzlerP.Does limited virucidal activity of biocides include duck hepatitis B virucidal action?BMC Infect. Dis.12276201210.1186/1471-2334-12-276351426123110658Search in Google Scholar

Sauerbrei A., Sehr K., Brandstädt A., Heim A., Reimer K., Wutzler P.: Sensitivity of human adenoviruses to different groups of chemical biocides. J. Hosp. Infect. 57, 59–66 (2004)SauerbreiA.SehrK.BrandstädtA.HeimA.ReimerK.WutzlerP.Sensitivity of human adenoviruses to different groups of chemical biocidesJ. Hosp. Infect.575966200410.1016/j.jhin.2004.01.02215142717Search in Google Scholar

Sehulster L.M.: Healthcare laundry and textiles in the United States: review and commentary on contemporary infection prevention issues. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 36, 1073–1088 (2015)SehulsterL.M.Healthcare laundry and textiles in the United States: review and commentary on contemporary infection prevention issuesInfect. Control Hosp. Epidemiol.3610731088201510.1017/ice.2015.13526082994Search in Google Scholar

Sexton J.D., Wilson A.M., Sassi H.P., Reynolds K.A.: Tracking and controlling soft surface contamination in health care settings. Am. J. Infect. Control, DOI: 10.1016/j.ajic.2017.08.002 (2017)SextonJ.D.WilsonA.M.SassiH.P.ReynoldsK.A.Tracking and controlling soft surface contamination in health care settingsAm. J. Infect. ControlDOI10.1016/j.ajic.2017.08.002201728916372Apri DOISearch in Google Scholar

Steinmann J., Wolff M.H.: Testing virucidal activity in Germany: an update. GMS Krankenhhyg Interdiszip, 2, Doc04 (2007)SteinmannJ.WolffM.H.Testing virucidal activity in Germany: an updateGMS Krankenhhyg Interdiszip2Doc042007Search in Google Scholar

Tomb R.M., Maclean M., Coia J.E., Graham E., McDonald M., Atreya C.D., MacGregor S.J., Anderson J.G.: New proof-of-concept in viral inactivation: virucidal efficacy of 405 nm light against feline calicivirus as a model for norovirus decontamination. Food Environ. Virol. 9, 159–167 (2017)TombR.M.MacleanM.CoiaJ.E.GrahamE.McDonaldM.AtreyaC.D.MacGregorS.J.AndersonJ.G.New proof-of-concept in viral inactivation: virucidal efficacy of 405 nm light against feline calicivirus as a model for norovirus decontaminationFood Environ. Virol.9159167201710.1007/s12560-016-9275-z542938128040848Search in Google Scholar

Weber D.J., Anderson D., Rutala W.A.: The role of the surface enviroment in healthcare-associated infections. Curr. Opin. Infect. Dis. 26, 338–344 (2013)WeberD.J.AndersonD.RutalaW.A.The role of the surface enviroment in healthcare-associated infectionsCurr. Opin. Infect. Dis.26338344201310.1097/QCO.0b013e3283630f0423743816Search in Google Scholar

Weber D.J., Rutala W.A., Anderson D.J., Chen L.F., Sickbert-Bennett E.E., Boyce J.M.: Effectiveness of ultraviolet devices and hydrogen peroxide systems for terminal room decontamination: Focus on clinical trials. Am. J. Infect. Control, 44, e77–84 (2016)WeberD.J.RutalaW.A.AndersonD.J.ChenL.F.Sickbert-BennettE.E.BoyceJ.M.Effectiveness of ultraviolet devices and hydrogen peroxide systems for terminal room decontamination: Focus on clinical trialsAm. J. Infect. Control447784201610.1016/j.ajic.2015.11.015713268927131140Search in Google Scholar

Weber D.J., Rutala W.A., Miller M.B., Huslage K., Sickbert-Bennett E.: Role of hospital surfaces in the transmission of emerging health care-associated pathogens: norovirus, Clostridium difficile, and Acinetobacter species. Am. J. Infect. Control, 38, S25–S33 (2010)WeberD.J.RutalaW.A.MillerM.B.HuslageK.Sickbert-BennettE.Role of hospital surfaces in the transmission of emerging health care-associated pathogens: norovirus, Clostridium difficile, and Acinetobacter speciesAm. J. Infect. Control38S25S33201010.1016/j.ajic.2010.04.19620569853Search in Google Scholar

Weber D.J., Rutala W.A.: Understanding and preventing transmission of healthcare-associated pathogens due to the contaminated hospital environment. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 34, 449–452 (2013)WeberD.J.RutalaW.A.Understanding and preventing transmission of healthcare-associated pathogens due to the contaminated hospital environmentInfect. Control Hosp. Epidemiol.34449452201310.1086/67022323571359Search in Google Scholar

Wetzker W., Walter J., Bunte-Schönberger K., Schwab F., Behnke M., Gastmeier P., Reichardt C.: Hand rub consumption has almost doubled in 132 German hospitals over 9 years. Infect. Control Hosp. Epidemiol. 38, 870–872 (2017)WetzkerW.WalterJ.Bunte-SchönbergerK.SchwabF.BehnkeM.GastmeierP.ReichardtC.Hand rub consumption has almost doubled in 132 German hospitals over 9 yearsInfect. Control Hosp. Epidemiol.38870872201710.1017/ice.2017.7128560930Search in Google Scholar

World Health Organization and Pan American Health Organization. Decontamination and reprocessing of medical devices for health-care facilities, 2016, http://www.who.int; http://www.paho.org (29.05.2018)World Health Organization and Pan American Health OrganizationDecontamination and reprocessing of medical devices for health-care facilities2016http://www.who.int; http://www.paho.org (29.05.2018)Search in Google Scholar

Articoli consigliati da Trend MD

Pianifica la tua conferenza remota con Sciendo