Antibiotics And Bacteria: Mechanisms Of Action And Resistance Strategies

Oporność bakterii może być wynikiem modyfikacji docelowego miejsca działania substancji przeciwbakteryjnej. Jest to podstawowy mechanizm oporności na omawiane klasy substancji u bakterii Gram-dodatnich [36].

W przypadku β-laktamów na obniżenie wrażliwości wpływają modyfikacje białek PBP. Zmienione PBP zachowują zdolności katalityczne w obecności antybiotyku. Przykładem są L,D-transpeptydazy niewrażliwe na działanie większości antybiotyków β-laktamowych (z wyjątkiem karbapenemów). Wysoki udział tych białek występuje np. w ścianie komórkowej bakterii z rodzaju Clostridium spp. oraz Mycobacterium spp. Obecność tego typu enzymów potwierdzono również u izolatów Escherichia (E.) coli i Enterococcus (E.) faecium opornych na β-laktamy [31, 50].

Zmodyfikowane transpeptydazy notowane są również u gronkowców opornych na metycylinę, w tym u Staphylococcus (S.) aureus (meticillin-resistant S. aureus, MRSA). Enzymy typu PBP 2a (zwane również PBP 2’) mają niskie powinowactwo do antybiotyku, dzięki czemu pomimo jego obecności w środowisku bakterie są w stanie syntetyzować właściwie usieciowany peptydoglikan. Geny mecA oraz mecC, kodujące transpeptydazy PBP 2a, zlokalizowane są w obrębie chromosomalnych kaset genowych SCCmec (staphylococcal cassette chromosome mec) i z ich udziałem mogą być przenoszone pomiędzy różnymi gatunkami gronkowców [44, 46]. Warto nadmienić, iż u S. aureus opisano również występowanie plazmidowego genu mecB. Pierwotnie obecność mecB notowano u Macrococcus caseolyticus – składnika mikrobiomu skóry zwierząt [8]. Powyższe doniesienia wskazują na możliwość transferu kodowanej przez mecB oporności na β-laktamy pomiędzy różnymi rodzajami bakterii. Co więcej, u izolatów M. caseolyticus pochodzących od bydła i psów zidentyfikowano nowy gen mecD, odpowiadający za oporność na wszystkie antybiotyki β-laktamowe [85].

Podobny mechanizm, będący wynikiem strukturalnej modyfikacji miejsca działania substancji przeciwbakteryjnej a polegający na zmianie D-alanylo-D-alaniny na D-alanylo-D-mleczan (D-Ala-D-Lac) bądź D-alanylo-D-serynę (D-Ala-D-Ser) warunkuje oporność na glikopeptydy u Enterococus spp. (Vancomycin-Resistant Enterococcus, VRE) [9]. Za syntezę alternatywnych dwupeptydów odpowiadają operony Van np. VanA, VanB, VanD, VanM (D-Ala-D-Lac) oraz VanC, VanE, VanG, VanL, VanN (D-Ala-D-Ser). Warto podkreślić, że operony VanA, VanB, VanM i VanN mogą być zlokalizowane na plazmidach i przy ich udziale przenosić się pomiędzy różnymi rodzajami bakterii, czego przykładem jest wyizolowany w 2002 roku, w USA szczep S. aureus (vancomycine resistant S. aureus VRSA) niosący VanA [9, 80].

Mutacje wpływające na zmiany miejsca wiązania enzymu z substancją przeciwbakteryjną mogą również obniżać wrażliwość na fosfomycynę. Wykazano, że bakterie naturalnie oporne na ten antybiotyk np. Mycobacterium (M.) tuberculosis posiadają zamiast cysteiny resztę kwasu asparaginowego w miejscu aktywnym enzymu MurA [49]. Dotychczas występowanie tego typu mutacji u izolatów klinicznych stwierdzano incydentalnie np. u E. coli [53, 92].

Najczęstszą przyczyną oporności na omawiane klasy substancji przeciwbakteryjnych są zmiany ładunku bakteryjnych osłon komórkowych, których skutkiem jest zmniejszenie powinowactwa substancji do miejsca działania. W przypadku polimyksyn do zmniejszenia wrażliwości prowadzą modyfikacje lipidu A np. poprzez przyłączenie dodatnio naładowanych cząsteczek 4-amino-4-deoksy-L-arabinozy (L-Ara4N) bądź fosfoetanoloaminy (pEtN). Większość bakterii wykazujących naturalną oporność na polimyksyny np. Proteus spp., posiada LPS, który zawiera cząsteczki L-Ara4N. Oporność nabyta, występująca między innymi u Salmonella enterica, K. pneumoniae, P. aeruginosa, wiąże się z modyfikacją, za którą odpowiadają dwuskładnikowe systemy regulatorowe PmrA/PmrB i PhoP/PhoQ. Systemy te kontrolują i aktywują reakcje komórki bakteryjnej na czynniki zewnętrzne np. jony Mg²⁺ czy obecność antybiotyku oraz regulują kaskadę reakcji prowadzących do modyfikacji lipidu A [76].

Aktywacja dwuskładnikowych systemów może być również wynikiem mutacji prowadzących do konstytutywnej ekspresji kodujących je genów. Potwierdzono szereg mutacji genów kodujących białka omawianych systemów np. u Salmonella spp., A. baumanii (pmrA, pmrB), K. pneumoniae czy E. coli (phoP, phoQ) oraz genów regulujących ich funkcjonowanie np. mgrB u Klebsiella spp. [28, 76]. Kodowana chromosomalnie oporność na polimyksyny, w tym kolistynę ogranicza się do klonalnego pojawiania się opornych szczepów. W 2015 roku po raz pierwszy opisano występowanie plazmidowego genu mcr-1 kodującego transferazę fosfoetanoloaminy katalizującą przyłączanie pEtN do lipidu A u E. coli. Zakrojone na szeroką skalę badania wykazały, iż szczepy posiadające gen mcr-1 izolowane są nie tylko od zwierząt ale również ze środowiska, z żywności jak i od ludzi [28, 87]. Występowanie genu mcr-1 potwierdzono dotychczas u Salmonella spp., Shigella spp., Klebsiella spp. oraz Enterobacter spp. a nawet u izolatów E. coli pochodzących z 1980 roku [65, 87]. Wkrótce po odkryciu mcr-1 zidentyfikowano kolejne geny oporności na kolistynę przenoszone z udziałem plazmidów: mcr-2 – mcr-9 [1, 10, 17, 18, 107, 110, 111]. Kolistyna jest lekiem ostatniej szansy w przypadku zakażeń wywołanych przez wielooporne bakterie wykazujące oporność również na karbapenemy. Warto nadmienić, iż pojawiły się już doniesienia o szczepach K. pneumoniae izolowanych zarówno od ludzi jak i zwierząt, u których opisano równoczesne występowanie genu mcr-8 oraz bla_NDM [99].

Oporność izolatów klinicznych na daptomycynę notowana jest incydentalnie, a jej przyczyną mogą być zmiany ładunku membran powodowane zmniejszeniem ilości zawartego w nich fosfatydyloglicerolu [68]. Różnice w składzie lipidowym błony bakterii tłumaczą spektrum bójczej aktywności daptomycyny. Błony komórkowe bakterii Gram-dodatnich zawierają znaczne ilości fosfatydyloglicerolu (u S. aureus stanowi on 58%) natomiast u bakterii Gram-ujemnych większość składu lipidowego błony stanowi dodatnio naładowana fosfatydyloetanoloamina (około 80% u E. coli). Zmniejszenie ujemnego ładunku błon może być skutkiem mutacji w genach odpowiedzialnych za syntezę fosfolipidów błonowych. Mutacje genu pgsA kodującego enzym syntazę fosfatydyloglicerolu, prowadzące do zmniejszenia ilości PG w membranach stwierdzono dotychczas np. u opornych na daptomycynę izolatów Bacillus subtilis i S. aureus.

Obniżoną wrażliwość powoduje również wzrost zawartości błonowej kardiolipiny związany z mutacjami genu cls. Tego typu mutacje opisano u S. aureus i E. faecalis [68]. Sugeruje się, iż kardiolipina zapobiega tworzeniu przez cząsteczki daptomycyny porów transbłonowych [114].

U S. aureus wykazano także zmniejszoną wrażliwości na daptomycynę, której przyczyną były mutacje genu kodującego dwufunkcjonalny enzym MprF (multiple peptide resistance factor). Enzym ten modyfikuje PG powodując zmianę ładunku jego cząsteczki, dodatkowo ponieważ posiada aktywność flipazy, przenosi tak zmodyfikowany PG do warstwy zewnętrznej membrany [68].

Oporność może być także konsekwencją całkowitej utraty docelowego miejsca działania substancji czynnej. Znakomitym przykładem są oporne na kolistynę izolaty A. baumannii, u których mutacje w obrębie genów lpxA, lpxC, i lpxD odpowiadających za początkowe etapy biosyntezy lipidu A, doprowadziły do całkowitej utraty LPS [71, 76].

Kolejnym przykładem mechanizmu oporności na polimyksyny i lipopeptydy jest tworzenie bariery osłaniającej komórkę bakteryjną przed antybiotykiem. Wykazano zmniejszoną wrażliwość na polimyksyny u izolatów K. pneumoniae wytwarzających otoczki polisacharydowe. Naładowane ujemnie polisacharydy, wiążąc cząsteczki polimyksyn, ograniczają interakcję substancji przeciwbakteryjnej z miejscem docelowym. Mniejsza liczba cząsteczek antybiotyku docierająca do powierzchni komórki bakteryjnej przyczynia się do osłabienia skuteczności jego działania [76].

Oporność na daptomycynę może wiązać się ze zmianami funkcjonowania systemów regulatorowych biorących udział w utrzymaniu homeostazy ściany komórkowej [93], a także ze zwiększeniem jej grubości [27]. Dowiedziono, że synteza zmodyfikowanej, pogrubionej ściany komórkowej, będąca wynikiem mutacji w regionie walKR, wspominanym już przy mechanizmach oporności na wankomycynę, prowadzi również do zmniejszenia wrażliwości na daptomycynę u S. aureus [48].

Nadprodukcja systemów wypompowujących także może przyczyniać się do obniżenia wrażliwości na polimyksyny. Przykładem mogą być pompy typu efflux zidentyfikowane u K. pneumoniae, czy E. coli kodowane przez operon acrAB oraz notowane u szczepów P. aeruginosa systemy MexAB-OprM [112].

Częstą przyczyną oporności na chinolony są mutacje prowadzące do zmniejszenia powinowactwa substancji przeciwbakteryjnej, do miejsca docelowego. Są to mutacje w tzw. regionach determinujących oporność na chinolony QRDR (quinolone resistance determining region) co najmniej jednego z genów kodujących podjednostki topoizomerazy II (gyrA, gyrB) lub IV (parC, parE). Skutkiem mutacji są zmiany strukturalne enzymów, które uniemożliwiają przyłączenie substancji przeciwbakteryjnej [25]. Najczęściej identyfikowane są mutacje w podjednostkach GyrA i ParC topoizomeraz. Wysoki poziom oporności u niektórych izolatów bakteryjnych jest skutkiem występowania kilku mutacji, często dotyczących obydwu enzymów [25, 102].

Mutacje, których skutkiem jest oporność na rifampicynę zwykle dotyczą genu rpoB kodującego podjednostkę β polimerazy RNA. Wpływają one na zmiany konformacji polimerazy i utratę powinowactwa do antybiotyku. Mutacje te dotyczą głównie rejonu determinującego oporność na rifampicynę tzw. RRDR (Rif-resistance determining region), a ich występowanie potwierdzono m.in. u opornych izolatów M. tuberculosis i E. faecium [32, 41]. Do mutacji może dochodzić nie tylko w obecności substancji przeciwbakteryjnej, ale również pod wpływem niekorzystnych warunków środowiskowych. Pojawienie się mutacji genu rpoB, jako efektu stresu temperaturowego, opisano np. u E. coli. Ponieważ mutacje wpływały na adaptację do warunków stresowych ich obecność była korzystna dla bakterii [84].

Nieco inny mechanizm, ale również dotyczący działania substancji przeciwbakteryjnej w miejscu docelowym dotyczy chinolonów. Polega on na syntezie białek kodowanych przez geny qnr. Jest to jeden z mechanizmów oporności na chinolony przenoszonych plazmidowo (PMQR – plasmid-mediated quinolone resistance). Białka Qnr przyłączają się do topoizomeraz blokując możliwość ich połączenia z bakteryjnym DNA. Tym samym zmniejsza się liczba dostępnych kompleksów topoizomeraza-DNA stanowiących cel działania chinolonów [47]. Dotychczas opisano występowanie genów qnrA [67], qnrB [52], qnrC [98], qnrD [21], qnrS [45], qnrVC [108] oraz qnrE1 [2].

Wzrost oporności na chinolony bywa skutkiem zmian przepuszczalności osłon komórkowych. Chinolony wnikają do wnętrza komórek bakteryjnych poprzez domeny lipidowe zarówno błony zewnętrznej jak i błony cytoplazmatycznej. W przypadku bakterii Gram-ujemnych transport przez błonę zewnętrzną odbywa się również z udziałem białek porynowych. Dyfuzja przez dwuwarstwę fosfolipidową jest bardziej wydajna w przypadku cząsteczek o większej hydrofobowości natomiast efektywność transportu drogą porynową jest większa dla cząsteczek hydrofilowych np. ciprofloksacyny, norfloksacyny [13, 25]. Zarówno zmiany organizacji błony komórkowej jak i zmniejszenie syntezy białek porynowych: OmpA, OmpF, OmpC, OmpD, LamB i Tsx (dotyczy tylko Gram-ujemnych), mogą prowadzić do wzrostu oporności na tę klasę substancji przeciwbakteryjnych [25].

Aktywne wypompowywanie chinolonów z komórki zwykle jest wynikiem mutacji w obrębie genów kodujących białka regulatorowe wpływające na funkcjonowanie pomp. Wiele tego typu pomp odpowiada za usuwanie chinolonów z komórek Enterobacterales np. AcrAB-TolC u E. coli czy Salmonella spp. Jest to również najczęściej notowany mechanizm oporności na chinolony u P. aeruginosa (pompy MexAB-OprM, MexCD-OprJ, MexEF-OprN, MexXY-OprM) [81]. Zidentyfikowano także pompy kodowane przez plazmidowe geny qepA i oqxAB. Ich występowanie opisano zarówno u bakterii komensalnych E. coli (qepA, oqxAB) [109] jak i patogennych Salmonella spp. i K. pneumoniae (oqxAB) [79, 105]. Aktywne wypompowywanie chinolonów z komórki stwierdzono również u bakterii Gram-dodatnich. Nadekspresja genów kodujących transportery NorA, NorB, NorC, MdeA u S. aureus [26], a także genu pmrA kodującego pompę u Streptococcus pneumoniae, skutkuje między innymi obniżeniem wrażliwości na omawianą klasę substancji przeciwbakteryjnych [40].

Mechanizm oporności z udziałem pomp aktywnie usuwających cząsteczki leku z komórki dotyczy także rifampicyny. Przykładem mogą być systemy Rv2937, Rv1258, Rv0783c, zidentyfikowane u prątków gruźlicy wykazujących obniżoną wrażliwość na rifampicynę [66].

Odnotowano również występujący u Enterobacterales mechanizm enzymatycznej inaktywacji chinolonów. Ten przenoszony z udziałem plazmidów mechanizm polega na modyfikacji antybiotyku i unieczynnieniu go z udziałem enzymu acetylotransferazy aminoglikozydowej, kodowanej przez gen aac(6’)-Ib-cr. Spektrum aktywności enzymu obejmuje zarówno aminoglikozydy jak również fluorochinolony hydrofilowe: ciprofloksacynę i norfloksacynę [54].

Zmiany wpływające na zmniejszenie powinowactwa leku do miejsca jego działania stanowią częstą przyczynę oporności na wymienione antybiotyki. W przypadku makrolidów i linezolidu ten mechanizm oporności związany jest z mutacjami w obrębie domen 23S rRNA oraz mutacjami genów kodujących białka rybosomalne [63]. Tego typu mutacje stwierdzano np. u opornych na makrolidy szczepów S. pneumoniae oraz enterokoków i gronkowców opornych na linezolid [16, 38, 63]. Opisano także mutację dotyczącą białka rybosomalnego S10 podjednostki 30S rybosomu, warunkującą oporność na tigecyklinę u izolatów K. pneumoniae produkujących karbapenemazy [96].

Szeroko rozpowszechnione są również enzymatyczne modyfikacje miejsca działania substancji czynnej prowadzące do oporności na omawiane klasy antybiotyków. Metylacja rybosomalnego 23S rRNA z udziałem metylotransferaz kodowanych przez geny erm prowadzi do oporności na makrolidy. Dotychczas opisano kilkadziesiąt genów erm kodowanych chromosomalnie lub plazmidowo. Ich występowanie notowane jest zarówno u bakterii Gram-ujemnych np. Salmonella spp. jak i Gram-dodatnich np. Staphylococcus, Streptococcus [58, 95]. Ponieważ miejsce wiązania makrolidów z rybosomem nakłada się z miejscem wiązania linkozamidów i streptogramin B, obecność konstytutywnych genów erm warunkuje oporność również na te dwie klasy substancji [38, 58, 64]. Taki fenotyp oporności, określany jako MLS_B, jest często notowany u Enterococcus spp [69].

Ketolidy (np. telitromycyna) wiążą się silniej z podjednostką 50S rybosomu, dlatego często pozostają aktywne wobec szczepów, których oporność na makrolidy jest efektem ekspresji indukcyjnych genów erm. Niemniej stopień metylacji (dimetylacja) może determinować oporność także na tę klasę substancji przeciwbakteryjnych [104].

Modyfikacje rybosomalnego 23S rRNA z udziałem metylotransferazy kodowanej przez przenoszony plazmidowo gen cfr determinują oporność na linezolid. Wykazano, że obecność genu cfr oprócz oksazolidynonów warunkuje dodatkowo oporność na fenikole, linkozamidy, pleuromutyliny i streptograminy A. W odróżnieniu od enzymów kodowanych przez geny erm, metylacja będąca wynikiem ekspresji genu cfr nie powoduje oporności na makrolidy. Opisany fenotyp oporności (PhLOPS_A) stwierdzono np. u szczepów S. aureus i E. coli [62].

Przyczyną oporności na aminoglikozydy mogą być mutacje chromosomalne wpływające na zmiany konformacyjne miejsca wiązania antybiotyku jak i modyfikacja 16S rRNA z udziałem metylaz. Dotychczas opisano występowanie przenoszonych plazmidowo metylaz 16S rRNA, kodowanych przez geny armA i rmtB [39, 95].

Oporność na makrolidy warunkowana jest również obecnością białek kodowanych przez geny msr [95]. Do niedawna sugerowano, że działają one jako pompy, jednakże ostatnie doniesienia dowodzą, iż pełnią one raczej funkcję białek ochronnych. Białka te wiążąc się do rybosomu powodują odłączanie zakotwiczonego już antybiotyku [75, 86].

Do tej samej rodziny należy kodowane przez przenoszony plazmidowo gen optrA białko warunkujące oporność na oksazolidynony (linezolid, tedizolid) oraz fenikole (chloramfenikol, florfenikol). Występowanie genu optrA potwierdzono dotychczas u opornych izolatów Enterococcus [101]. Mechanizm działania OptrA wpływający na oporność nie jest do końca wyjaśniony. Postuluje się, że białko to chroni rybosom przed przyłączeniem antybiotyku [100].

Najlepiej poznanymi białkami ochronnymi są proteiny będące produktami genów tet(M) i tet(O), które determinują oporność na tetracykliny. Tetracykliny mają to samo miejsce działania co tigecyklina. Wiążąc się z rybosomem białka Tet(M) i Tet(O) powodują zmianę jego konformacji i wypieranie zakotwiczonej tetracykliny [77]. Tigecyklina jest niewrażliwa na działanie białek ochronnych ponieważ łącząc się z podjednostką 30S przyjmuje inną organizację przestrzenną niż tetracykliny. Tworzy ona przeszkodę uniemożliwiającą przyłączenie się białek ochronnych typu TetM i TetO [42, 77, 113].

Aktywne wypompowywanie substancji czynnej z komórki również prowadzi do zmniejszenia wrażliwości na omawiane substancje. Oporność na makrolidy może być wynikiem syntezy pomp kodowanych przez geny mef i stwierdzanych najliczniej u bakterii Gram-dodatnich w tym Streptococcus, Staphylococcus, a nawet beztlenowców z rodzaju Clostridium [95]. Oporność determinowana obecnością genów mef występuje także u bakterii Gram-ujemnych jak Escherichia czy Pseudomonas [38, 95].

Mechanizm aktywnego wypompowywania leku z komórki jest zwykle nieefektywny w odniesieniu do ketolidów gdyż kumulują się one w komórkach bakteryjnych znacznie szybciej niż makrolidy. Ponadto silniejsze wiązanie ze strukturami rybosomu oraz ich słabe działanie jako czynników indukujących oporność sprawia, że w większości przypadków ketolidy zachowują aktywność wobec szczepów niewrażliwych na makrolidy, linkozamidy i streptograminy B [30, 59].

Podwyższona synteza pomp MexXY występujących u Pseudomonas, może przyczyniać się do obniżenia skuteczności działania aminoglikozydów [60].

Oporność na glicylcykliny, w tym tigecyklinę może być również związana z nadprodukcją systemów wypompowujących. Ich występowanie stwierdzono dotychczas u A. baumannii (AdeABC), Proteus mirabilis, (AcrAB) [91]. Tigecyklina ma znacznie większe powinowactwo do rybosomu aniżeli tetracykliny i minocykliny posiadające to samo miejsce wiązania i prawdopodobnie z tego powodu jest aktywna wobec szczepów opornych na tetracykliny, posiadających pompy kodowane przez liczne geny tet np. tet(B), tet(C), tet(K) [73, 91, 113].

Modyfikacje cząsteczek substancji przeciwbakteryjnej bądź ich rozkład z udziałem enzymów również prowadzi do oporności na omawiane klasy substancji czynnych.

Esterazy kodowane przez plazmidowe geny ere powodują hydrolityczną inaktywację makrolidów o 14 bądź 15 atomowym rdzeniu laktonowym [38, 58]. W przypadku tych substancji przeciwbakteryjnych wymieniane są również modyfikacje przez fosfotransferazy, które prowadzą do zaburzenia interakcji ich cząsteczek z rybosomem. Geny mph kodujące fosfotransferazy makrolidowe zwykle zlokalizowane są w obrębie ruchomych elementów genetycznych, często w sąsiedztwie genów determinujących oporność na inne klasy substancji przeciwbakteryjnych. Enzymy te rozpowszechnione są u bakterii Gram-ujemnych, zwłaszcza należących do Enterobacterales. Coraz więcej doniesień dotyczy pojawiania się wymienionych genów u bakterii Gram-dodatnich np. Staphylococcus [38, 58, 95].

Mechanizm oporności polegający na enzymatycznej modyfikacji dotyczy również tigecykliny. Hydroksylacja z udziałem monooksygenazy flawinowej kodowanej przez tet(X) powoduje inaktywację jej cząsteczek, jak również tetracyklin pierwszej i drugiej generacji [29, 91, 97]. Warto nadmienić, iż wykazano jednoczesne szerzenie się kodowanych plazmidowo genów tet(X4) i mcr-1 u E. coli pochodzenia odzwierzęcego i środowiskowego [90].

Występowanie enzymów odpowiadających za adenylację, acetylację i fosforylację stanowi najważniejszy ze sposobów w jaki bakterie nabywają oporność na aminoglikozydy. Skutkiem ich aktywności jest zmniejszone powinowactwo cząsteczek antybiotyku do miejsca docelowego, czyli 16S rRNA. Enzymy odpowiedzialne za modyfikacje aminoglikozydów charakteryzują się różnym profilem substratowym. Geny determinujące ich występowanie najczęściej przenoszone są z udziałem mobilnych elementów genetycznych.

Aminoglikozydo N-acetylotransferazy (AAC) są wśród licznych enzymów tego typu notowane najczęściej, zwłaszcza u bakterii Gram-ujemnych. Enzymy te katalizują acetylację grup aminowych w cząsteczkach antybiotyków, a ze względu na różne miejsca modyfikacji klasyfikowane są jako AAC(1), AAC(2’), AAC(3) oraz AAC(6’) [39, 83]. Najbardziej rozpowszechnione są acetylotransferazy klasy AAC(6’), których profil substratowy obejmuje wiele klinicznie ważnych aminoglikozydów m. in. gentamycynę [39, 83]. Występowanie genów kodujących enzymy AAC(6’) opisano np. u Escherichia spp. (aac(6’)-Ia, aac(6’)-Im), Salmonella spp. (aac(6’)-IIa, aac(6’)-Iy), Acinetobacter spp. (aac(6’)-Is) [95].

Kolejną grupę enzymów odpowiadającą za modyfikacje tej klasy substancji przeciwbakteryjnych stanowią fosfotransferazy APH (kinazy aminoglikozydowe). Podobnie jak acetylotransferazy podzielono je na klasy w zależności od miejsca ich działania: APH(2”), APH(3’), APH(3”), APH(4), APH(6), APH(7”) oraz APH(9) [95]. Większość fosfotransferaz aminoglikozydowych zaliczana jest do klasy APH(3’), a ich obecność warunkuje oporność m. in. na kanamycynę i neomycynę. Proteiny należące do grupy APH(2”) odgrywają znaczącą rolę w oporności bakterii Gram-dodatnich na gentamycynę. Determinanty kodujące obecność enzymów APH wykryto np. Enterococcus spp., Staphylococcus spp., Streptococcus spp. (aph(3’)-III), ale też u Salmonella spp. (aph(3’)-Ia, aph(6’)-Id) [83, 95].

Ostatnią grupę enzymów mających znaczenie w epidemiologii oporności na aminoglikozydy stanowią nukleotydylotransferazy ANT (adenylotransferazy), które dzielone są na pięć klas. Enzymy ANT(2”), ANT(3”) częściej notowane są u Gram-ujemnych bakterii, natomiast ANT(4’), ANT(6), ANT(9) dominują u bakterii Gram-dodatnich [83, 95].

Zidentyfikowano także nieliczne enzymy dwufunkcyjne (tj. posiadające dwie różne domeny katalityczne) warunkujące oporność na aminoglikozydy. Dotychczas opisano np. enzym odpowiadający za adenylację i acetylację kodowany przez ant(3”)-Ih/aac(6’)-IId u Serratia marcescens. Zidentyfikowano również enzym powodujący acetylację i fosforylację warunkowany obecnością genu aac(6’)-aph(2”), którego występowanie stwierdzono np. u Enterococcus spp., Staphylococcus spp. czy Streptococcus spp. [95].