Oddziaływania Pomiędzy Małymi, Regulatorowymi RNA a Dwuskładnikowymi Systemami Transdukcji Sygnału u Bakterii Gram-Ujemnych

Karolina Jaworska; Weronika Staniszewska; Patrycja Gomza; Paula Rożen; Katarzyna Brzostek; Adrianna Raczkowska

Journal & Issue Details

Postępy Mikrobiologii - Advancements of Microbiology

Journal Details

Format: Journal
eISSN: 2545-3149
First Published: 01 Mar 1961
Publication timeframe: 4 times per year
Languages: English, Polish

Zdolność do szybkiego reagowania na zmieniające się warunki środowiska wynikająca z regulacji ekspresji genów jest konieczna dla przetrwania wszystkich żywych organizmów. Istnienie zróżnicowanych mechanizmów regulatorowych pozwala na dokładną i natychmiastową odpowiedź na sygnały płynące ze środowiska, co znacząco zwiększa szansę na przetrwanie. Regulacja może zachodzić poprzez wyciszenie lub aktywację ekspresji wybranych genów i biosyntezę wyspecjalizowanych białek. U Prokaryota kontrola ekspresji genów zwykle nie odbywa się dla pojedynczych genów, lecz dla całych grup genów tworzących operony. Ekspresja genów jest podstawowym procesem pozwalającym na odczytywanie informacji genetycznej danego organizmu, a regulacja ekspresji genów jest podstawowym mechanizmem służącym adaptacji do zmiennych warunków środowiska, zapewnieniu wzrostu i zróżnicowania oraz utrzymaniu homeostazy organizmu. Ekspresja genów to proces wieloetapowy, a każdy etap może podlegać regulacji. U Prokaryota produktami ekspresji genów mogą być białka i RNA, tj.: rybosomowy (rRNA), transportujący (tRNA), informacyjny (mRNA), transportująco-informacyjny (tmRNA) czy mały, niekodujący RNA (sRNA) [57].

Wpływ małych, niekodujących RNA na ekspresję genów u bakterii

Małe, niekodujące cząsteczki RNA (sRNA, small non-coding RNA), określane również jako małe, regulatorowe RNA, zostały po raz pierwszy odkryte u bakterii w 1967 roku, ale ich znaczenie i powszechność występowania były długo niedoceniane [86]. Jeszcze do niedawna uważano, że regulacja ekspresji genów jest kontrolowana prawie całkowicie przez białka wiążące się z kwasami nukleinowymi. W ostatnich latach okazało się, że sRNA pełnią znaczącą funkcję na prawie każdym etapie regulacji ekspresji genów, a kontrola przez sRNA jest określana mianem ryboregulacji [33, 105, 109].

Nadal nie jest znana dokładna liczba sRNA u bakterii. W przypadku modelowej bakterii Escherichia coli wytypowano ∼ 100 cząsteczek sRNA (w porównaniu z 4300 białkami), podczas gdy liczby dwa lub trzy razy wyższe zostały zaproponowane dla innych gatunków bakterii. Jeśli w wyliczeniach nie pominięto dużej klasy sRNA pochodzącego z mRNA, wydaje się wysoce prawdopodobne, że u bakterii liczba tego rodzaju RNA oscyluje na poziomie kilkuset cząsteczek. Trudność z ustaleniem dokładnej liczby wynika z faktu, że wiele krótkich transkryptów zostało wykrytych tylko w ramach jednego eksperymentu i nie wykazano ich funkcji [33]. Wydaje się również, że sRNA pełniące określone funkcje regulacyjne są często pomijane w badaniach, ponieważ ulegają ekspresji tylko w bardzo specyficznych warunkach. Ponadto ich budowa i forma sprawiają, że nie są łatwo wykrywalne [9, 33].

Możliwe, że cząsteczki sRNA wyewoluowały bardzo wcześnie, aby uczynić genom bardziej stabilnym. Geny kodujące sRNA wykazują cechy świadczące o ich duplikacji oraz niewątpliwie podlegają horyzontalnemu transferowi. Niewykluczone, że sRNA mogły również ewoluować z tRNA, mRNA lub podczas losowej transkrypcji, aby pomóc w modulowaniu metabolizmu komórkowego, optymalizacji dostępności dla komórki składników odżywczych, czy zwiększeniu prawdopodobieństwa przeżycia mikroorganizmu [33]. Wykazano, że sRNA mogą modulować wirulencję, różnicowanie komórkowe, szlaki metaboliczne oraz wpływać na adaptację bakterii do warunków środowiskowych [69].

Mały, regulatorowy RNA kodowany jest zazwyczaj przez oddzielną, autonomiczną jednostkę transkrypcyjną o długości około 40–500 nukleotydów [55]. Przeważająca część sRNA posiada strukturę spinki oraz regiony nieustrukturyzowane. Często sama sekwencja ujawnia niewiele, zaś funkcjonalność sRNA bądź jego rolę można poznać dopiero podczas głębszych analiz. Pomimo braku wyodrębnienia jednolitych klas bakteryjnych sRNA, istnieją pewne wspólne reguły dotyczące kontroli potranskrypcyjnej, w których biorą one udział [44]. Na tym poziomie kontroli, sRNA należą do najliczniejszej grupy regulatorów u bakterii. Celami dla sRNA są cząsteczki mRNA i białka (Ryc. 1). Cząsteczki sRNA mogą decydować o tym, czy mRNA będzie podlegać translacji bądź też zmieniać aktywność białek regulatorowych (czynników transkrypcyjnych) lub czynników sigma na drodze tzw. mimikry molekularnej. W drugim przypadku sRNA naśladuje cel dla danego białka, przez co ulega ono wymiareczkowaniu i jego aktywność jest hamowana [29].

Podział prokariotycznych sRNA w oparciu o sposób działania
W oparciu o sposób działania można wyróżnić dwa rodzaje sRNA: sRNA oddziałujące z częściowo lub w pełni komplementarnymi regionami w innych cząsteczkach RNA (A) oraz wiążące się z białkami (B) Antysensowe RNA może być kodowane in cis, tworzy wtedy pełne dupleksy z docelowym mRNA, lub in trans i tworzy wówczas częściowe, krótkie dupleksy z mRNA. sRNA wiążące białka mogą działać poprzez sekwestrację polimerazy RNA lub sekwestrację regulatorów translacji. We wszystkich przypadkach wiązanie sRNA może aktywować lub hamować translację docelowego mRNAlub funkcję białka, z którym oddziałuje. Na podstawie [30 i 108].

sRNA mogą pozytywnie, jak i negatywnie regulować ekspresję genów. Zazwyczaj dzieje się to poprzez tworzenie komplementarnych par zasad z docelowymi mRNA, z którymi dzielą większą bądź mniejszą komplementarność sekwencji, co prowadzi do zaburzenia stabilności mRNA, a czasem jego degradacji [32]. Można rozróżnić sRNA kodowane in cis oraz in trans. Pierwsze z nich transkrybowane są z nici komplementarnej do nici kodującej pojedyncze docelowe mRNA i w rezultacie wiążą się z nim tworząc dupleks na całej długości sekwencji (Ryc. 1A, lewy panel). W większości przypadków efektem regulatorowym jest inhibicja translacji. Ponieważ zarówno sRNA, jak i docelowy mRNA, są transkrybowane w bliskim sąsiedztwie ze względu na położenie in cis, dochodzi do wysokiej lokalnej koncentracji obu typów cząsteczek. Zjawisko to wraz z ograniczoną dyfuzją transkryptów prowadzi do wydajnej interakcji pomiędzy antysensowym a docelowym RNA, która jest biologicznie efektywna. Przestrzenna bliskość miejsc promotorowych antysensowego i docelowego RNA powoduje także interferencję transkrypcyjną [10, 86]. Bardzo istotnym jest fakt, iż w tym typie regulacji określony sRNA kontroluje ekspresję tylko jednego genu. Większość sRNA kodowanych in cis zlokalizowana jest na plazmidach lub innych mobilnych elementach genetycznych, wtedy też ich rola związania jest z utrzymaniem odpowiedniej liczby kopii tychże elementów genetycznych [10, 107].

W przypadku sRNA kodowanych in trans, sRNA i regulowany gen znajdują się w różnych miejscach na chromosomie bakteryjnym, czasem nawet w bardzo dużej odległości od siebie. Co więcej, taki regulatorowy RNA może zawiadować ekspresją nie jednego genu, lecz nawet bardzo wielu genów, ponieważ parowanie nie jest w pełni komplementarne i zachodzi na krótkim odcinku sekwencji (Ryc. 1A, prawy panel). Te sRNA są podobne do eukariotycznych mikroRNA pod względem zdolności do modulowania aktywności i stabilności wielu mRNA. Jeśli chodzi o efekt regulatorowy, to może nim być, zarówno inhibicja, jak i indukcja translacji. Prawie wszystkie sRNA należące do tej klasy ulegają ekspresji w określonych warunkach wzrostu, począwszy od głodu żelazowego, stresu oksydacyjnego i warunków beztlenowych, do stresu wywołanego zaburzeniem struktury osłon, niskiego stężenia magnezu lub wysokiego stężenia glukozo-6-fosforanu i głodu glukozowego [33].

Ważnym białkiem biorącym często udział w wiązaniu mRNA z sRNA kodowanym in trans jest białko Hfq, które pełni rolę molekularnego „opiekuna” (ang. chaperone). Białko to może jednocześnie wiązać sRNA i mRNA, tym samym ułatwiając efektywne parowanie zasad azotowych pomiędzy dwoma łańcuchami. Hfq również chroni sRNA przed degradacją nim dojdzie do sparowania obu cząsteczek RNA oraz może rekrutować czynniki pomocnicze procesów regulacyjnych (przykładem jest rybonukleaza RNaza E) [44]. W badaniach wykazano, że RNA wiążące Hfq posiadają charakterystyczny motyw w sekwencji nukleotydowej, tj. 5′-AAYAAYA-3′ [56]. Region ten znajduje się na końcu 5′ cząsteczki sRNA i jest miejscem wiązania dla białka Hfq, niezbędnego do funkcjonowania i stabilizacji sRNA [87, 93]. Na końcu 5′ występuje również krótki, często wysoce konserwowany i zwykle jednoniciowy region wykorzystywany do parowania zasad z docelowym mRNA. Z kolei w obrębie końca 3′ nić przybiera strukturę spinki do włosów, po której występuje ogon poli(U). Obecność ogona poli(U) sprzyja terminacji transkrypcji niezależnej od białka Rho i chroni sRNA przed egzonukleazami degradującymi ten koniec. Jest to powszechnie występujący element w transkryptach bakteryjnego RNA, a taka budowa końca 3′ ułatwia rozpoznanie sRNA przez białko opiekuńcze Hfq [87].

Tworzenie komplementarnych par zasad pomiędzy sRNA i mRNA może mieć szereg skutków regulacyjnych. Parowanie zasad w miejscu wiązania rybosomu na mRNA blokuje proces translacji. Co ciekawe, systematyczne przesuwanie regionu zaangażowanego w oddziaływanie sRNA RybB z mRNA ompN u Salmonella enterica wykazało, że RybB może blokować translację nawet wtedy, gdy region parowania znajduje się daleko, bo w obrębie piątego kodonu w otwartej ramce odczytu (ORF) [9]. Translacja może być również zablokowana, gdy region parowania znajduje się 50 lub więcej nukleotydów powyżej miejsca wiązania rybosomu [88]. W większości przypadków, gdy wiązanie rybosomu jest zablokowane, obserwuje się również związany z tym spadek stabilności mRNA. Dla innych docelowych mRNA, tworzenie komplementarnych par zasad z sRNA zachodzi poniżej sekwencji Shine-Dalgarno (SD), tak że wiązanie rybosomu nie zostaje zablokowane. Na przykład parowanie zasad pomiędzy małą cząsteczką RNA MicC i mRNA ompD S. enterica w obrębie kodonów 23–26 przyspiesza rozpad mRNA zależny od RNazy E bez blokowania wiązania rybosomu [73]. Oprócz hamowania sRNA mogą również aktywować proces translacji, w wielu przypadkach zapobiegając tworzeniu struktury drugorzędowej w mRNA hamującej wiązanie rybosomu [58, 66, 77].

Dwuskładnikowe systemy transdukcji sygnału

Proces adaptacji bakterii do dynamicznie zmieniających się parametrów fizycznochemicznych środowiska jest możliwy dzięki obecności zróżnicowanych systemów regulacyjnych. Specyficznymi sygnałami środowiska prowadzącymi do odpowiedzi komórki bakteryjnej są zmiany: pH, osmolarności, gęstości komórek, temperatury czy dostępności tlenu i składników odżywczych. Bakterie nieustanie odbierają sygnały z otoczenia, które przekładają się na zmianę wzoru ekspresji genów, aby sprawnie zaadoptować się do nowych warunków [43, 70].

Systemy transdukcji sygnału, powszechnie określane mianem „dwuskładnikowych” (TCS, two-component system), w swojej najprostszej postaci składają się z pary białek, między którymi dochodzi do transdukcji sygnału, tj. transferu grupy fosforanowej. Bardzo często TCS stanowią złożony szlak fosfotransferu, w którym bierze udział większa liczba komponentów. Systemy te, powszechne u bakterii, obecne są również u niektórych roślin, niższych eukariontów i archeonów [71]. Uczestniczą w regulacji wielu procesów fizjologicznych, do których zaliczamy kompetencję, koniugację, sporulację, bioluminescencję, wirulencję, syntezę antybiotyków, ruchliwość, tworzenie biofilmu, czy transport jonów (np. Fe³⁺, Mg²⁺, Ca²⁺) i substancji odżywczych niezbędnych dla funkcjonowania bakterii [47]. TCS odbierają sygnały chemiczne i fizyczne, takie jak: temperatura, pH, osmolarność, potencjał redoks, stężenie jonów i związków odżywczych, jak również zawartości tlenu [47, 92].

Działanie dwuskładnikowego systemu regulacyjnego jest oparte na transferze grupy fosforanowej pomiędzy kinazą histydynową (HK, histidine kinase), a regulatorem odpowiedzi (RR, response regulator) [28]. Kinazy to jedna z największych i najbardziej znaczących rodzin wśród wszystkich białek. Rozpoznają sygnały pochodzące ze środowiska zewnętrznego, a mechanizm ich działania polega na oddziaływaniu z innymi białkami, co prowadzi do ich przejściowej fosforylacji [1]. Kinaza histydynowa w TCS jest białkiem zakotwiczonym w błonie cytoplazmatycznej, zbudowanym z dwóch domen: N-końcowej pełniącej rolę sensora oraz C-końcowej o funkcji przekaźnika sygnału. Odebranie sygnału powoduje autofosforylację konserwowanej reszty histydynowej w domenie C-końcowej kinazy, z kolei ufosforylowana kinaza pełni rolę donora grupy fosforanowej dla cytoplazmatycznego białka regulatorowego. Podobnie jak kinazy, białka regulatorowe są złożone z domeny N-końcowej, która tutaj pełni rolę odbiornika (fosforylacji ulega konserwowana reszta asparaginianowa) i efektorowej domeny C-końcowej. Przekazanie sygnału polega na przeniesieniu grupy fosforanowej z kinazy histydynowej na domenę N-końcową regulatora odpowiedzi, który w ten sposób ulega aktywacji i najczęściej pełni rolę regulatora transkrypcji wiążąc się z promotorami regulowanych genów za pomocą swojej domeny C-końcowej (Ryc. 2) [11, 28].

Budowa typowego dwuskładnikowego systemu transdukcji sygnału
Najprostszy dwuskładnikowy system transdukcji sygnału, składa się z kinazy histydynowej (HK) oraz regulatora odpowiedzi (RR), który najczęściej wiążąc się z DNA pełni rolę aktywatora lub represora transkrypcji regulowanych genów. Po odebraniu sygnału ze środowiska kinaza histydynowa ulega autofosforylacji. Przekazanie sygnału, czyli transfer grupy fosforanowej zachodzi pomiędzy resztą histydyny w kinazie, a asparaginianem w białku regulatorowym. CM – błona cytoplazmatyczna. Na podstawie [12].

Prototypem TCS jest system EnvZ/OmpR. Jest to jeden z najlepiej poznanych i scharakteryzowanych systemów regulacyjnych, występujący u niepatogennego szczepu E. coli K-12. Jego funkcję poznano badając mechanizm regulacji syntezy poryn dyfuzji ogólnej w odpowiedzi na zmiany osmolarności środowiska [91]. Ekspresja genu envZ jest niższa niż genu ompR, pomimo lokalizacji obu genów w operonie ompB, będących pod kontrolą wspólnego promotora oraz ulegających transkrypcji w postaci pojedynczego policistronowego mRNA. Kinaza EnvZ jest zbudowana z 450 reszt aminokwasowych (aa) i zlokalizowana w błonie cytoplazmatycznej w postaci homodimeru. Składa się z peryplazmatycznej domeny receptora (48–162 aa), dwóch regionów transbłonowych (TM1, 16–47 aa oraz TM2, 163–179 aa), regionu łącznika (180–222 aa), jak również cytoplazmatycznej domeny kinazy (223–450 aa). Domena kinazy pełni funkcję, zarówno kinazy, jak i fosfatazy. Wykazano, że jest ona zbudowana z dwóch odrębnych domen funkcjonalnych: A (223–289 aa) i B (290–450 aa). Domena A, zawierająca miejsce autofosforylacji His-243, tworzy stabilny dimer i może być fosforylowana w obecności ATP przez domenę B, która występuje jako monomer. Fosforylowana domena A następnie przenosi wysokoenergetyczną grupę fosforanową na regulator OmpR. Ze względu na swoje unikalne cechy, domeny A i B określane są odpowiednio jako domena DHp (dimeryzacja i fosfotransfer) oraz domena CA (katalityczna i wiążąca ATP) [14]. Z kolei regulator OmpR, aktywowany w wyniku fosforylacji z udziałem kinazy histydynowej, pełni funkcję czynnika transkrypcyjnego. W jego N-końcowej domenie znajduje się konserwowana reszta aminokwasowa, kwas asparaginowy (Asp-55), na który przenoszona jest grupa fosforanowa. Zmiana allosteryczna zachodząca w białku pod wpływem tego procesu skutkuje wzmocnieniem wiązania się regulatora z DNA. Fosforylacja zwiększa dimeryzację OmpR i to wzmocnienie tego procesu jest energetyczną siłą napędową regulacji wiązania OmpR-DNA [28].

Charakterystyka oddziaływań pomiędzy dwuskładnikowymi systemami transdukcji sygnału a sRNA

Dwuskładnikowe systemy transdukcji sygnału tak samo jak małe, regulatorowe RNA są szeroko rozpowszechnionymi bakteryjnymi regulatorami ekspresji genów. W większości przypadków TCS kontrolują transkrypcję, zaś duża klasa sRNA działa jako potranskrypcyjne regulatory ekspresji genów, które modulują translację lub stabilność docelowego mRNA. Między tymi dwoma typami regulatorów wiele oddziaływań zostało ostatnio zbadanych, w wyniku czego powstają mieszane ścieżki regulacyjne TCS-sRNA [14]. Niezwykle często sRNA stanowią brakujące ogniwa pomiędzy TCS a genami docelowymi, a także biorą udział w angażowaniu TCS i ich regulonów do innych systemów regulacyjnych w odpowiedzi na różne bodźce środowiskowe. Wydaje się, że współdziałanie TCS-sRNA jest globalną cechą regulacyjną u wielu organizmów prokariotycznych [30, 74].

Oddziaływania pomiędzy TCS a sRNA występują powszechnie u bakterii Gram-dodatnich, jak i Gram-ujemnych i zachodzą na różne sposoby (Ryc. 3). W takiej sieci regulatorowej ekspresja sRNA może być kontrolowana przez TCS i odwrotnie sRNA mogą regulować ekspresję genów wchodzących w skład danego systemu dwuskładnikowego [74].

Sposoby oddziaływań sRNA z TCS
W odpowiedzi na sygnały środowiskowe dwuskładnikowe systemy transdukcji sygnału wpływają na poziom ekspresji wybranych sRNA, a te z kolei kontrolują ekspresję określonych genów w wieloraki sposób: (A) Kilka homologicznych sRNA działa na jeden cel, przy czym każdy sRNA ma zasadniczo taki sam wpływ na cel, jak wszystkie razem. Utrata jednego lub kilku sRNA jest kompensowana przez podwyższony poziom pozostałych sRNA (działanie zastępcze). (B) W przypadku addytywnie działających sRNA, każdy sRNA przyczynia się do zahamowania ekspresji docelowego genu, a najwyższy poziom hamowania osiąga się wtedy, gdy wszystkie sRNA działają razem. (C) Homologiczne sRNA mogą działać zastępczo na jeden gen, ale addytywnie na inny, ekspresja obu sRNA jest regulowana przez wspólny TCS, ale wyłącznie sRNA1 jest regulowane działaniem drugiego, jego aktywacja z kolei ma wpływ na cel 2, ale nie na cel 1. (D) sRNA1 działa pośrednio poprzez zapobieganie degradacji sRNA2, ten zaś reguluje ekspresję określonego genu. Na podstawie [31].

Zaletą regulacji z udziałem sRNA jest mniejszy koszt energetyczny potrzebny do ich wytworzenia oraz rozkładu, w porównaniu z białkami. Często obserwuje się nadmiarowość genów sRNA. Oznacza to, że utrata jednego konkretnego genu sRNA może być często kompensowana przez pozostałe, funkcjonalnie równoważne sRNA. Zróżnicowana transkrypcja funkcjonalnie powiązanych sRNA umożliwia precyzyjne „dostrojenie” ekspresji genów docelowych, dzięki czemu wiele sygnałów może być ze sobą zintegrowanych (Ryc. 3) [30, 102].

4.1

Regulacja ekspresji genów białek błony zewnętrznej z udziałem dwuskładnikowych systemów transdukcji sygnału i sRNA

Błona zewnętrzna (OM, outer membrane) chroni bakterie Gram-ujemne przed szkodliwymi czynnikami środowiska. Stanowi również pierwszą warstwę, którą muszą pokonać składniki odżywcze, aby dostać się do wnętrza komórki. Ułatwiają to odpowiednie kanały ogólnej lub specyficznej dyfuzji zbudowane z białek, zwanych porynami. Modelowy organizm E. coli ma kilka poryn, wśród których istotną funkcję pełnią poryny dyfuzji ogólnej OmpC i OmpF. OmpF to trimeryczne białko tworzące kanał o średnicy 1,2 nm, które umożliwia pasaż dużych (∼ 350 Da) hydrofilowych i hydrofobowych cząstek, natomiast OmpC to trimer tworzący kanał o mniejszej średnicy, a więc wykorzystywany do pobierania mniejszych cząstek [42].

Biorąc pod uwagę znaczenie OM, nie dziwi fakt,że ekspresja poryn podlega złożonej regulacji na wielu poziomach (Ryc. 4). W osmoregulacji ekspresji ompC i ompF zaangażowany jest TCS EnvZ/OmpR. Warunki wysokiej osmolarności prowadzą do autofosforylacji osmosensora EnvZ, co z kolei skutkuje fosforylacją regulatora odpowiedzi OmpR (OmpR-P). Wysoki poziom ufosforylowanego OmpR aktywuje transkrypcję ompC, równocześnie hamując ompF. Ponieważ poryna OmpC jest stosunkowo nieprzepuszczalna dla soli żółci, uważa się, że ta regulacja nadaje E. coli tolerancję na sole żółci w wysokiej osmolarności, a więc w warunkach panujących w jelicie zwierząt i ludzi. Przy niskiej osmolarności poziom OmpR-P spada, co hamuje ekspresję ompC, ale aktywuje ompF. Sprzyja to pobieraniu składników odżywczych przez porynę OmpF w środowisku ubogim w składniki odżywcze, a więc poza organizmem gospodarza [68].

Kontrola ekspresji białek błony zewnętrznej u E. coli za pomocą sRNA i TCS EnvZ/OmpR
Potranskrypcyjna modulacja ekspresji poryn jest precyzyjnie kontrolowana przez zestaw sRNA w wyniku działania różnych bodźców odbieranych przez TCS EnvZ/OmpR. Ponadto inne czynniki, takie jak faza wzrostu, dostępność składników odżywczych i temperatura również wpływają na ekspresję genów kodujących sRNA (czarne strzałki). Pozytywną kontrolę ekspresji genów zaznaczono niebieskimi strzałkami, natomiast negatywną czerwonymi liniami tępo zakończonymi, linia kropkowana wskazuje na fosfotransfer. Na podstawie [103].

Na poziomie potranskrypcyjnym w ekspresję poryn zaangażowane są antysensowe RNA, MicC (109 nt) oraz MicF (93 nt). MicC wiąże się komplementarnie z liderowym mRNA ompC w obecności Hfq i tym samym blokuje wiązanie rybosomu. W mutancie ompR zaobserwowano wyższy poziom MicC niż w typie dzikim, co sugeruje, że OmpR bezpośrednio lub pośrednio hamuje ekspresję micC [18]. W podobny sposób sRNA MicF reguluje potranskrypcyjnie ekspresję ompF. Równolegle z ompC, ekspresja micF jest indukowana wysoką osmolarnością z udziałem systemu EnvZ/OmpR. MicF jest komplementarny do miejsca wiązania rybosomu i kodonu start AUG w mRNA ompF, a to oddziaływanie prowadzi do zahamowania translacji. Podobnie jak MicC, MicF wiąże białko Hfq. Różne czynniki środowiskowe, oprócz stresu osmotycznego, mogą indukować ekspresję micF, tj. stres oksydacyjny, wzrost temperatury, bogactwo składników odżywczych, obecność soli żółci, słabych kwasów czy niektórych antybiotyków [117].

Oprócz MicC i MicF system transdukcji sygnału EnvZ/OmpR kontroluje ekspresję sRNA OmrA (88 nt) i OmrB (82 nt) [31]. Są to dwa homologiczne sRNA, które różnią się ok. 30 nukleotydami w środkowej części sekwencji nukleotydowej [35]. Obydwa wiążą Hfq i wiążąc się komplementarnie z docelowym mRNA obniżają jego stabilność lub potencjał translacyjny. Transkrypcja tych sRNA jest pozytywnie regulowana przez TCS EnvZ/OmpR w warunkach wysokiej osmolarności. Słabą ekspresję genów kodujących sRNA OmrA i OmrB zaobserwowano w podłożu minimalnym, natomiast maksymalną w podłożu bogatym, w fazie stacjonarnej dla OmrA oraz w fazie logarytmicznej i stacjonarnej dla OmrB [3, 108]. Ponadto, poziom ekspresji OmrB obniża się w późnej fazie stacjonarnej, natomiast OmrA w tych warunkach ulega akumulacji [106]. Z drugiej strony OmrA/B kontrolują ekspresję genów systemu EnvZ/OmpR [37, 14]. Działanie OmrA i OmrB u E. coli polega na hamowaniu ekspresji genów białek błonowych, CirA i OmpT. Białko CirA bierze udział w procesie transportu żelaza, natomiast OmpT to proteaza zlokalizowana w błonie cytoplazmatycznej. Obydwa sRNA regulują również ekspresję genów białek receptorowych FepA i FecA, które rozpoznają kompleksy żelaza z sideroforami i uczestniczą w transporcie żelaza do komórki. Kompleks TonB-ExbB-ExbD zlokalizowany w osłonach dostarcza energii do transportu [74, 76]. Receptory, które są celem działania OmrA/B, są również wykorzystywane przez bakteriofagi lub kolicyny w celu wniknięcia do komórki bakteryjnej. Wydaje się więc, że obniżanie poziomu białek OM w warunkach podwyższonej osmolarności, czyli w warunkach jakie panują w organizmie gospodarza, może być korzystne ponieważ pozwala to na ochronę bakterii przed szkodliwym działaniem toksyn czy bakteriofagów [78].

Kolejnym białkiem OM odgrywającym istotną rolę, przede wszystkim strukturalną, jest OmpA. Białko to występuje w około 100 000 kopii na komórkę, co czyni je jednym z głównych białek błony zewnętrznej E. coli, które przyczynia się do utrzymania integralności osłon. Białko to ulega translacji z niezwykle stabilnego mRNA o okresie półtrwania ∼ 15 min w fazie logarytmicznego wzrostu. W fazie stacjonarnej okres półtrwania jest skrócony do ∼ 4 min. Stabilność tego mRNA zależy od końca 5′-UTR, z którym wiąże się sRNA MicA (75 nt) w obecności Hfq. Sama ekspresja micA zachodzi silnie w bogatym podłożu, gdy komórki wchodzą w fazę stacjonarną wzrostu. Wysoki poziom MicA blokuje wiązanie rybosomu z mRNA ompA, co ułatwia cięcie przez RNazę E, a następnie rozpad tego mRNA [80, 100]. Wydaje się, że OmpA może odgrywać zarówno pozytywną, jak i negatywną rolę podczas infekcji. Mutanty E. coli pozbawione OmpA są mniej zjadliwe w modelach embrionalnych kurcząt i noworodków szczurzych [111]. Ponadto, OmpA jest specyficznie wiązane przez główne białko surowicy ssaków, amyloid A, zaangażowane w odpowiedź immunologiczną [40] i jest wymagane do zabijania bakterii przez elastazę neutrofili w trakcie zakażenia [5]. Zatem zróżnicowana ekspresja ompA na różnych etapach wzrostu bakterii in vivo może być kluczowa dla zjadliwości. Zmniejszenie bowiem jego ekspresji w odpowiednim czasie może ograniczyć odpowiedź immunologiczną gospodarza.

Wśród innych sRNA, które uczestniczą w regulacji ekspresji poryn znalazły się RybB, IpeX oraz RseX [34]. RybB (sRNA o długości 81 nt) jest syntetyzowany w sposób zależny od σE i oddziałuje z białkiem Hfq [106]. Okazało się, że wśród celów działania tego sRNA są mRNA genów ompC i ompW. Gen ompW koduje porynę wykazującą dużą homologię do OmpC [46]. Kolejny sRNA, IpeX działa potranskrypcyjnie i wpływa na obniżenie ekspresji ompC oraz ompF, ale prawdopodobnie inaczej niż MicC i MicF. Wykazano, że destabilizacja mRNA ompC odbywająca się za pośrednictwem IpeX jest niezależna od Hfq. Ponadto nie stwierdzono występowania komplementarności sekwencji pomiędzy tym sRNA a mRNA ompC, co sugeruje, że hamowanie ekspresji może nie obejmować prostego parowania zasad między dwiema cząsteczkami RNA [17]. Inny sRNA, RseX uczestniczy w obniżaniu ekspresji ompA i ompC, dzięki zdolności do dość rozległego parowania zasad w miejscach wiązania rybosomów zarówno w mRNA ompA, jak i ompC [23].

Ciekawą obserwacją jest to, że dany gen regulatorowego sRNA często znajduje się w pobliżu genu poryny innej niż ta, której ekspresja zależy od tego sRNA. Mianowicie micF i micC znajdują się w chromosomie odpowiednio powyżej genów ompC i ompN, rseX jest położony powyżej genu ompS1, podczas gdy ipeX jest zlokalizowany poniżej nmpC. To bliskie położenie genów poryny i sRNA, które z kolei przyczyniają się do obniżenia syntezy innych poryn, może sugerować, że komórka potrzebuje mechanizmów do utrzymywania pod ścisłą kontrolą całkowitego ładunku poryn w OM. Badania ilościowe wskazują, że chociaż względne poziomy OmpC i OmpF zmieniają się w zależności od warunków wzrostu, sumaryczna ilość tych dwóch poryn jest ogólnie stała [34].

4.2

Wpływ dwuskładnikowych systemów transdukcji sygnału i sRNA na proces tworzenia biofilmu

Biofilm jest strukturą tworzoną przez skupiska mikroorganizmów, które przylegają do powierzchni biotycznych i abiotycznych, jak również do siebie nawzajem, a zanurzone są w macierzy zewnątrzkomórkowych polimerów, które chronią mikroorganizmy przed wysychaniem i działaniem substancji toksycznych [22, 38, 104]. Biofilmy mogą być złożone z jednego bądź wielu gatunków bakterii. Charakteryzuje je trójwymiarowość struktury i przestrzenna heterogeniczność, co powoduje powstawanie gradientów odżywczych i chemicznych. Wynikiem tego jest tworzeniem się mikroniszy w obrębie całej społeczności drobnoustrojów, w których dochodzi do zróżnicowanej w czasie i przestrzeni ekspresji genów. Biofilmy odgrywają istotną rolę w patogenezie wielu chorób bakteryjnych. Patogeny rosnąc w postaci biofilmu stają się niewrażliwe na odpowiedź układu immunologicznego czy oporne na działanie antybiotyków [104].

Bakterie E. coli oraz S. enterica zmieniają swój styl życia w odpowiedzi na dostępność składników odżywczych, tj. mogą tworzyć biofilm lub żyć w postaci planktonicznej. Stany te są ogólnie uważane za wzajemnie wykluczające się, co znajduje odzwierciedlenie w złożonych systemach kontroli transkrypcji, które promują jeden stan, jednocześnie hamując drugi. W tych decyzjach kluczową rolę odgrywają aktywatory transkrypcji FlhDC i CsgD, kontrolujące odpowiednio biosyntezę rzęski lub tworzenie biofilmu (synteza fimbrii spiralnych/celulozy) [60, 84]. Rzęska to złożone organellum, które aby powstać wymaga skoordynowanej ekspresji ponad 60 genów zgrupowanych w wielu operonach [25]. Na szczycie tej hierarchicznej kaskady regulacyjnej u E. coli znajduje się aktywator FlhDC, który kontroluje transkrypcję genów klasy II, zależną od głównego czynnika sigma polimerazy RNA (σ70) [20]. W skład tej klasy wchodzą geny kodujące białka strukturalne i pomocnicze konieczne do utworzenia ciała podstawowego i haka, elementów składowych rzęski oraz dwa geny kodujące białka regulatorowe, tj. FlgM i σ28 (FliA). FliA jest pozytywnym regulatorem ekspresji genów klasy III, zwiększa także transkrypcję genów klasy II zależnych od FlhDC. Z kolei FlgM to tzw. czynnik anty-sigma. We wczesnej fazie składania rzęski aktywność FliA jest hamowana przez FlgM, który ściśle wiąże się z FliA. Po złożeniu podstawowego korpusu haka powstaje system sekrecji typu III, który jest zdolny do wydzielania zarówno białkowych podjednostek rzęski, jak i FlgM. Powoduje to uwolnienie FliA, który wiążąc się z rdzeniem polimerazy RNA (RNAP) aktywuje transkrypcję genów klasy III [49].

W przypadku wzrostu bakterii w postaci biofilmu kluczowym regulatorem tego procesu jest CsgD. Białko to moduluje ekspresję, nie tylko operonu csg kodującego komponenty fimbrii spiralnych i procesu ich składania [37], ale także zestawu genów, których produkty umożliwiają adaptację bakterii do osiadłego stylu życia [12, 21]. Cyklaza diguanylowa DgcM ma wpływ na poziom ekspresji csgD. Ten enzym bezpośrednio stymuluje aktywność białka MlrA, uczestniczącego w pozytywnej regulacji transkrypcji csgD (Ryc. 5) [88]. Kontrola ekspresji genów flhDC i csgD kodujących dwa kluczowe regulatory, jest złożonym procesem. Na poziomie transkrypcji istotne funkcje pełnią regulatory MlrA, OmpR i sigma RpoS oraz cykliczny di-GMP [79, 84].

Wpływ białka OmpR oraz sRNA OmrA/OmrB na ruchliwość i tworzenie biofilmu u Enterobacteriaceae
Wpływ kluczowych regulatorów na ekspresję genów, których produkty związane są z ruchliwością i tworzeniem biofilmu przedstawiono za pomocą czarnych linii. Czerwone linie przedstawiają potranskrypcyjną inhibicję z udziałem sRNA. Niebieskie linie przedstawiają aktywację z udziałem białka OmpR. Na podstawie [80 i 85].

W regulacji potranskrypcyjnej flhDC lub csg uczestniczą różne sRNA, tj. OmrA/B, McaS, RprA, GcvB, RydC, ArcZ oraz OxyS [59, 60, 63, 84]. Ważną rolę pełnią OmrA/B, które hamują ekspresję genów flhDC, csgD, jak również ompR, flgM oraz dgcM. System EnvZ/OmpR jest aktywatorem ekspresji csgD, jak również omrA i omrB, tworząc w ten sposób pętlę ujemnego sprzężenia zwrotnego [14]. Chociaż ten sam motyw sekwencji zlokalizowany w regionie 5′ sRNA jest używany do tworzenia komplementarnych par zasad ze wszystkimi celami mRNA, to molekularne mechanizmy kontroli z ich udziałem różnią się. W przypadku mRNA ompR, sRNA OmrA/B blokują miejsce wiązania rybosomu, podczas gdy wiążą się daleko powyżej miejsca SD w mRNA csgD, co prowadzi do zahamowania translacji. Natomiast potranskrypcyjna regulacja ekspresji dgcM polega na zależnej od Hfq przebudowie struktury mRNA w celu ułatwienia wiązania OmrA/B. Najnowsze badania wskazują, że OmrA/B hamują ekspresję flgM, czyli pośrednio wzmacniają ekspresję genów rzęskowych klasy III [84]. Można więc stwierdzić, że OmrA i OmrB hamują procesy prowadzące do tworzenia biofilmu, ale z drugiej strony mogą hamować również ruchliwość. Sugeruje to istnienie złożonego potranskrypcyjnego mechanizmu regulacji, który może mieć wpływ, zarówno na osiadły, jak i ruchliwy tryb życia (Ryc. 5). Tak więc regulacja ekspresji genów zależna od OmrA/B łączy ze sobą różne sieci regulatorowe, aby precyzyjnie koordynować stan fizjologiczny bakterii [35, 84].

Jedną z kolejnych bakterii chorobotwórczych, u której zaobserwowano oddziaływania TCS z sRNA w kontroli procesu formowania biofilmu jest Vibrio cholerae. Jest to patogen układu pokarmowego człowieka, czynnik etiologiczny cholery. Za jego wysoką patogenność odpowiada głównie toksyna cholery (CT, Cholera toxin) oraz pilusy typu IV (TCP, toxin co-regulated pilus), które łącząc bakterie w mikrokolonie, chronią je przed układem immunologicznym gospodarza i pozwalają na koncentrację wydzielanej toksyny [96]. W regionach endemicznych, V. cholerae zwykle występuje w zbiornikach wodnych i tam tworzy struktury biofilmu [110]. Na tym etapie istotna jest ekspresja genów vps kodujących egzopolisacharyd (VPS, Vibrio polysaccharide), który uczestniczy w tworzeniu biofilmu. Patogen ten posiada w swoim genomie osiemnaście genów vps, które zgrupowane są w dwóch klastrach. Wykazano, iż mutanty w genach vpsD, vpsI, vpsK i vpsL, charakteryzują się brakiem zdolności do wytwarzania VPS oraz znacznym obniżeniem zdolności do tworzenia biofilmu [26]. V. cholerae wykorzystuje TCS, aby za ich pomocą regulować proces tworzenia biofilmu w odpowiedzi na bodźce pochodzące ze środowiska [26, 97]. W genomie V. cholerae zidentyfikowano geny kodujące potencjalne 43 kinazy histydynowe (HK) i 53 regulatory odpowiedzi (RR) [97]. Wśród nich, białka VpsR, VpsT i LuxO są aktywatorami tworzenia biofilmu, natomiast PhoB, VarA, VieA i CarR są represorami tego procesu [6, 7, 15, 38, 54, 94, 98, 116].

TCS, który hamuje pośrednio tworzenie biofilmu u V. cholerae jest system VarS/A. Bierze on udział w aktywacji ekspresji csrBCD, kodujących sRNA, które z kolei hamują ekspresję globalnego regulatora CsrA [53]. Jest to potranskrypcyjny regulator różnych procesów, w tym metabolizmu węgla i tworzenia biofilmu [82, 83]. Obniżony poziom CsrA przekłada się m.in. na niski poziom Qrr1-4, co prowadzi do odblokowania translacji hapR, a w efekcie do zmniejszonej ekspresji genów vps [53]. Innymi TCS, które hamują proces tworzenia biofilmu są systemy VieS/A, CarS/R oraz NtrB/C. Regulator VieA działa niezależnie od swojej pokrewnej kinazy histydynowej, bowiem domena EAL tego białka, o aktywności fosfodiesterazy diguanylowej, odpowiada za degradację wtórnego przekaźnika c-di-GMP, który jest ważnym pozytywnym regulatorem tworzenia biofilmu [95]. Natomiast system CarS/R negatywnie reguluje ekspresję vps, a transkrypcja genów tego TCS obniża sę w odpowiedzi na wzrost jonów wapnia w środowisku zewnętrznym [7].

Kolejny system TCS, VxrA/B indukuje powstawanie biofilmu [97, 99]. Geny vxrAB wchodzą w skład operonu, który zawiera jeszcze trzy geny o nieznanej funkcji. Mutanty V. cholerae ΔvxrA i ΔvxrB wykazują obniżoną zdolność do tworzenia biofilmu, podczas gdy w mutancie ΔvxrC zaobserwowano zwiększenie tworzenia biofilmu. Z kolei, nadekspresja vxrB prowadzi do zahamowania ruchliwości. Wykazano również pozytywny wpływ systemu VxrA/B na poziom cyklicznego di-GMP (c-di-GMP) oraz ekspresję vpsR i vpsT, kodujących dwa główne regulatory procesu tworzenia biofilmu [97].

Oddziaływania pomiędzy sRNA a TCS zostały również dobrze poznane u Pseudomonas aeruginosa. Jest to bakteria Gram-ujemna, znana pod nazwą pałeczki ropy błękitnej, będąca częstym patogenem izolowanym w środowisku szpitalnym. Powoduje ona infekcje o wysokim wskaźniku śmiertelności, co jest związane z wysoką opornością patogenu na wiele środków przeciwdrobnoustrojowych, która często powoduje oporność wielolekową [75]. P. aeruginosa posiada ponad 400 czynników transkrypcyjnych, 34 sRNA oraz ponad 60 funkcjonalnych TCS. Wszystkie razem te komponenty budują skomplikowaną i rozległą sieć regulatorową [101]. Jednym z istotniejszych TCS u tego patogenu jest system GacS/A [115]. Kinaza histydynowa GacS przenosi grupę fosforanową na regulator odpowiedzi GacA, który ufosforylowany reguluje ekspresję m.in. rsmY i rsmZ, kodujących sRNA. Te zaś mogą zapobiegać wiązaniu się rybosomu z sekwencją SD i hamować translację mRNA rsmA, kodującego regulator transkrypcji, który jest homologiem CsrA [51]. RsmA kontroluje ekspresję genów systemu sekrecji III typu (T3SS), wytwarzania pili IV typu, ruchliwości oraz wytwarzania biofilmu [115]. RetS i LadS to hybrydowe kinazy sensorowe, które uczestniczą w kontroli ekspresji systemu T3SS oraz tworzenia biofilmu [8]. Pomimo intensywnych badań systemu GacS/A, nie zidentyfikowano sygnałów środowiskowych wyzwalających fosforylację kinaz GacS, LadS i RetS [45].

4.3

Udział TCS i sRNA w regulacji procesu quorum sensing

Gęstość komórek wpływa na ekspresję genów wirulencji u wielu patogennych bakterii, a odbywa się to za pośrednictwem zjawiska quorum sensing (QS) [65]. Chociaż wiele z tych systemów aktywuje ekspresję genów wirulencji przy wysokiej gęstości komórek, u V. cholerae jest odwrotnie, gdyż QS wpływa na obniżenie ekspresji genów wirulencji w tych warunkach [64, 118]. System ten jest niezwykle złożony, ponieważ obejmuje co najmniej trzy obwody sensoryczne, które aktywują regulator odpowiedzi LuxO. V. cholerae posiada dwa główne autoinduktory: CAI-1, specyficzny dla danego rodzaju bakterii [41, 50, 64] oraz AI-2, wykorzystywany do komunikacji międzygatunkowej [19, 76]. Receptorami dla CAI-1 i AI-2 są odpowiednio CqsS i LuxPQ [4, 64, 67]. W przypadku braku autoinduktora CqsS i LuxPQ działają jako kinazy, które fosforylują białko LuxU, a następnie grupa fosforanowa jest przekazywana na regulator LuxO [27]. Ufosforylowany LuxO aktywuje transkrypcję genów kodujących cztery sRNA: Qrr1-4 [53, 85]. Te sRNA aktywują ekspresję aphA oraz hamują ekspresję hapR, genów kodujących nadrzędne regulatory QS, które działają w sposób zależny od gęstości komórek [53, 85]. Przy niskiej gęstości komórek syntetyzowany jest regulator AphA, ale nie HapR. W warunkach wysokiej gęstości, CqsS i LuxPQ po związaniu ze swoimi autoinduktorami, przełączają się z aktywności kinazy na aktywność fosfatazy i defosforylują LuxO za pośrednictwem LuxU. Z kolei, defosforylowany LuxO jest nieaktywny, więc transkrypcja qrr1-4 nie zachodzi. W przypadku braku Qrr sRNA, nie ma aktywacji translacji aphA, natomiast translacja hapR nie jest już tłumiona, a nagromadzony HapR działa jako represor ekspresji genów vps. Dwa inne receptory QS, CqsR i VpsS, w odpowiedzi na niezidentyfikowane dotychczas ligandy, również przekazują informacje do systemu QS za pośrednictwem LuxU [49, 91]

Powszechnie wiadomo, że odpowiednie stężenie żelaza jest wymagane do przeżycia bakterii [81, 114]. Niemniej jednak żelazo nie jest pierwiastkiem łatwo dostępnym w środowisku naturalnym ze względu na jego niską rozpuszczalność w neutralnym pH [72]. Ponadto, bakteriom chorobotwórczym bardzo trudno jest konkurować o żelazo z komórkami gospodarza, dlatego są one wyposażone w różne mechanizmy skutecznego wychwytu żelaza w środowisku gospodarza [16]. Okazało się, że poziom żelaza wpływa na szlak QS, bowiem pierwiastek ten hamuje wytwarzanie auto-induktora AI-2 [112, 113]. Wydaje się, że jedną z najważniejszych funkcji QS jest kontrolowanie ekspresji genów kodujących czynniki wirulencji patogenu, który atakując komórki gospodarza pozyskuje składniki odżywcze, m.in. żelazo.

Nadrzędnym regulatorem kontrolujących homeostazę żelaza u bakterii, zarówno Gram-ujemnych, jak i Gram-dodatnich jest represor Fur [24, 39]. U V. vulnificus, Fur w obecności żelaza hamuje ekspresję genów luxO, smcR oraz genów qrr. Jednakże wprowadzona delecja w genie fur nie znosiła w pełni obserwowanej represji [113]. Okazało się, że istnieją dodatkowe czynniki kontrolujące system QS. Przeprowadzone analizy wykazały udział sRNA RyhB w kontroli ekspresjigenu luxS, którego produkt uczestniczy w biosyntezie AI-2 [52]. Ten rodzaj regulacji zapwenia ciągły podstawowy poziom syntezy AI-2, nawet w obecności żelaza, zamiast gwałtownego hamowania ekspresji przy udziale regulatora Fur. Po raz pierwszy RyhB (90 nt) został zidentyfikowany u E. coli. W toku badań wykazano, że ten sRNA hamuje ekspresję genów, których produkty uczestniczą w magazynowaniu i wykorzystaniu żelaza, kiedy stężenie tego pierwiastka w środowisku jest niskie [63]. Ponadto, ekspresja samego ryhB u E. coli jest hamowana przez Fur w odpowiedzi na wysoki poziom żelaza w środowisku [103]. RyhB zmniejsza stabilność specyficznych transkryptów, gdy wraz z Hfq przyłącza się do komplementarnej sekwencji w docelowej cząsteczce mRNA [63, 103]. W dalszej degradacji, zarówno docelowego mRNA, jak i RyhB, pośredniczą RNaza E i RNaza III [2, 61]. RyhB reguluje ekspresję co najmniej 18 operonów, które zawierają łącznie 56 genów [62]. Może to świadczyć o złożonej roli tego sRNA, nie tylko w metabolizmie, ale również patogenezie wielu enterobakterii.

Podsumowanie

Regulatorowe sRNA, będące od niedawna obiektem intensywnych badań u bakterii, stanowią ważny element kontroli ekspresji genów w złożonych sieciach regulacyjnych. Nowe osiągnięcia technologiczne dostarczyły potężnych narzędzi do badania tych procesów. Ujawniono liczne wzajemne połączenia sRNA ze ścieżkami transdukcji sygnału, co zapewnia patogenom odpowiednio szybką reakcję na zmieniające się warunki środowiska i przetrwanie wewnątrz organizmu żywiciela. Zdobywanie wiedzy na temat molekularnych mechanizmów zaangażowanych w te odpowiedzi adaptacyjne i interakcje patogenów z ich gospodarzami toruje drogę do opracowania nowych strategii przeciwdrobnoustrojowych, co stanowi wyzwanie na nadchodzące lata.

Figures & Tables

References

1 Adam K., Hunter T.: Histidine kinases and the missing phosphoproteome from prokaryotes to eukaryotes. Lab. Invest. 98, 233–247 (2017) AdamK. HunterT. Histidine kinases and the missing phosphoproteome from prokaryotes to eukaryotes Lab. Invest. 98 233 247 2017 10.1038/labinvest.2017.118581593329058706 Search in Google Scholar

2 Afonyushkin T., Vecerek B., Moll I., Blasi U., Kaberdin V.: Both RNase E and RNase III control the stability of sodB mRNA upon translational inhibition by the small regulatory RNA RyhB. Nucleic Acids Res. 33, 1678–1689 (2005) AfonyushkinT. VecerekB. MollI. BlasiU. KaberdinV. Both RNase E and RNase III control the stability of sodB mRNA upon translational inhibition by the small regulatory RNA RyhB Nucleic Acids Res. 33 1678 1689 2005 10.1093/nar/gki313106901115781494 Search in Google Scholar

3 Argaman L., Hershberg R., Vogel J., Bejerano G., Wagner E.G., Margalit H., Altuvia S.: Novel small RNA-encoding genes in the intergenic regions of Escherichia coli. Curr Biol. 11, 941–950 (2001) ArgamanL. HershbergR. VogelJ. BejeranoG. WagnerE.G. MargalitH. AltuviaS. Novel small RNA-encoding genes in the intergenic regions of Escherichia coli Curr Biol. 11 941 950 2001 10.1016/S0960-9822(01)00270-6 Search in Google Scholar

4 Bassler B.L., Bejerano G., Silverman M.: Multiple signalling systems controlling expression of luminescence in Vibrio harveyi: sequence and function of genes encoding a second sensory pathway. Mol. Microbiol. 13, 273–286 (1994) BasslerB.L. BejeranoG. SilvermanM. Multiple signalling systems controlling expression of luminescence in Vibrio harveyi: sequence and function of genes encoding a second sensory pathway Mol. Microbiol. 13 273 286 1994 10.1111/j.1365-2958.1994.tb00422.x7984107 Search in Google Scholar

5 Belaaouaj A., Kim K., Shapiro S.: Degradation of outer membrane protein A in Escherichia coli killing by neutrophil elastase. Science, 289, 1185–1188 (2000) BelaaouajA. KimK. ShapiroS. Degradation of outer membrane protein A in Escherichia coli killing by neutrophil elastase Science 289 1185 1188 2000 10.1126/science.289.5482.118510947984 Search in Google Scholar

6 Bilecen K., Fong J.C.N., Cheng A., Jones C.Z., Zamorano-Sánchez D., Yldiz F.H.: Polymyxin B resistance and biofilm formation in Vibrio cholerae are controlled by the response regulator CarR. Infect Immun. 83, 1199–1209 (2015) BilecenK. FongJ.C.N. ChengA. JonesC.Z. Zamorano-SánchezD. YldizF.H. Polymyxin B resistance and biofilm formation in Vibrio cholerae are controlled by the response regulator CarR Infect Immun. 83 1199 1209 2015 10.1128/IAI.02700-14433346425583523 Search in Google Scholar

7 Bilecen K., Yildiz F.H.: Identification of a calcium-controlled negative regulatory system affecting Vibrio cholerae biofilm formation. Environ. Microbiol. 11, 2015–2029 (2009) BilecenK. YildizF.H. Identification of a calcium-controlled negative regulatory system affecting Vibrio cholerae biofilm formation Environ. Microbiol. 11 2015 2029 2009 10.1111/j.1462-2920.2009.01923.x275652819397680 Search in Google Scholar

8 Bordi C., Filoux A. i wsp.: Regulatory RNAs and the HptB/RetS signalling pathways fine-tune Pseudomonas aeruginosa pathogenesis. Mol. Microbiol. 76, 1427–1443 (2010) BordiC. FilouxA. Regulatory RNAs and the HptB/RetS signalling pathways fine-tune Pseudomonas aeruginosa pathogenesis Mol. Microbiol. 76 1427 1443 2010 10.1111/j.1365-2958.2010.07146.x290449720398205 Search in Google Scholar

9 Bouvier M., Sharma C.M., Mika F., Nierhaus K.N., Vogel J.: Small RNA binding to 5′ mRNA coding region inhibits translational initiation. Mol. Cell. 32, 827–837 (2008) BouvierM. SharmaC.M. MikaF. NierhausK.N. VogelJ. Small RNA binding to 5′ mRNA coding region inhibits translational initiation Mol. Cell. 32 827 837 2008 10.1016/j.molcel.2008.10.02719111662 Search in Google Scholar

10 Brantl S.: Regulatory mechanisms employed by cis-encoded antisense RNAs. Curr. Opin. Microbiol. 10, 102–109 (2007) BrantlS. Regulatory mechanisms employed by cis-encoded antisense RNAs Curr. Opin. Microbiol. 10 102 109 2007 10.1016/j.mib.2007.03.01217387036 Search in Google Scholar

11 Bretl D.J. Demetriadou C., Zahrt T.C.: Adaptation to environmental stimuli within the host: two-component signal transduction systems of Mycobacterium tuberculosis. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 75, 566–582 (2011) BretlD.J. DemetriadouC. ZahrtT.C. Adaptation to environmental stimuli within the host: two-component signal transduction systems of Mycobacterium tuberculosis Microbiol. Mol. Biol. Rev. 75 566 582 2011 10.1128/MMBR.05004-11323274122126994 Search in Google Scholar

12 Brombacher E., Barrato A., Dorel C., Landini P.: Gene expression regulation by the curli activator CsgD protein: modulation of cellulose biosynthesis and control of negative determinants for microbial adhesion. J. Bacteriol. 188, 2027–2037 (2006) BrombacherE. BarratoA. DorelC. LandiniP. Gene expression regulation by the curli activator CsgD protein: modulation of cellulose biosynthesis and control of negative determinants for microbial adhesion J. Bacteriol. 188 2027 2037 2006 10.1128/JB.188.6.2027-2037.2006142813816513732 Search in Google Scholar

13 Brosse A. Korobeinikova A., Gottesman S., Guillier M.: Unexpected properties of sRNA promoters allow feedback control via regulation of a two-component system. Nucleic Acids Res. 44, 9650–9666 (2016) BrosseA. KorobeinikovaA. GottesmanS. GuillierM. Unexpected properties of sRNA promoters allow feedback control via regulation of a two-component system Nucleic Acids Res. 44 9650 9666 2016 10.1093/nar/gkw642517533727439713 Search in Google Scholar

14 Cai S.J., Inouye M.: EnvZ-OmpR interaction and osmoregulation in Escherichia coli. J. Biol. Chem. 277, 24155–24161(2002) CaiS.J. InouyeM. EnvZ-OmpR interaction and osmoregulation in Escherichia coli J. Biol. Chem. 277 24155 24161 2002 10.1074/jbc.M11071520011973328 Search in Google Scholar

15 Casper-Lindley C., Yildiz F.H.: VpsT is a transcriptional regulator required for expression of vps biosynthesis genes and the development of rugose colonial morphology in Vibrio cholerae O1 El Tor. J. Bacteriol. 186, 1574–1578 (2004) Casper-LindleyC. YildizF.H. VpsT is a transcriptional regulator required for expression of vps biosynthesis genes and the development of rugose colonial morphology in Vibrio cholerae O1 El Tor J. Bacteriol. 186 1574 1578 2004 10.1128/JB.186.5.1574-1578.200434439714973043 Search in Google Scholar

16 Cassat J.E., Skaar E.P.: Iron in infection and immunity. Cell Host Microbe, 13, 509–519 (2013) CassatJ.E. SkaarE.P. Iron in infection and immunity Cell Host Microbe 13 509 519 2013 10.1016/j.chom.2013.04.010367688823684303 Search in Google Scholar

17 Castillo-Keller M., Vuong P., Misra R.: Novel mechanism of Escherichia coli porin regulation. J. Bacteriol. 188, 576–586 (2006) Castillo-KellerM. VuongP. MisraR. Novel mechanism of Escherichia coli porin regulation J. Bacteriol. 188 576 586 2006 10.1128/JB.188.2.576-586.2006134727916385048 Search in Google Scholar

18 Chen S., Zhang A., Blyn L., Storz G.: MicC, a second small-RNA regulator of Omp protein expression in Escherichia coli. J. Bacteriol. 186, 6689–6697 (2004) ChenS. ZhangA. BlynL. StorzG. MicC, a second small-RNA regulator of Omp protein expression in Escherichia coli J. Bacteriol. 186 6689 6697 2004 10.1128/JB.186.20.6689-6697.200452218015466019 Search in Google Scholar

19 Chen X., Schauder S., Potier N., VanDorsselaer A., Pelczer I., Bessler B.L., Hughson F.: Structural identification of a bacterial quorum-sensing signal containing boron. Nature, 415, 545–549 (2002) ChenX. SchauderS. PotierN. VanDorsselaerA. PelczerI. BesslerB.L. HughsonF. Structural identification of a bacterial quorum-sensing signal containing boron Nature 415 545 549 2002 10.1038/415545a11823863 Search in Google Scholar

20 Chilcott G.S., Hughes K.T.: Coupling of flagellar gene expression to flagellar assembly in Salmonella enterica serovar typhimurium and Escherichia coli. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 64, 694–708 (2000) ChilcottG.S. HughesK.T. Coupling of flagellar gene expression to flagellar assembly in Salmonella enterica serovar typhimurium and Escherichia coli Microbiol. Mol. Biol. Rev. 64 694 708 2000 10.1128/MMBR.64.4.694-708.20009901011104815 Search in Google Scholar

21 Chirwa N.T., Herrington M.B.: CsgD, a regulator of curli and cellulose synthesis, also regulates serine hydroxymethyltransferase synthesis in Escherichia coli K-12. Microbiology (Reading), 149, 525–535 (2003) ChirwaN.T. HerringtonM.B. CsgD, a regulator of curli and cellulose synthesis, also regulates serine hydroxymethyltransferase synthesis in Escherichia coli K-12 Microbiology (Reading) 149 525 535 2003 10.1099/mic.0.25841-012624214 Search in Google Scholar

22 Czyżewska-Dors E., Dors A., Pomorska-Mól M.: Właściwości biofilmu bakteryjnego warunkujące oporność na antybiotyki oraz metody jego zwalczania. Zycie Weterynaryjne, 93, 765–771 (2018) Czyżewska-DorsE. DorsA. Pomorska-MólM. Właściwości biofilmu bakteryjnego warunkujące oporność na antybiotyki oraz metody jego zwalczania Zycie Weterynaryjne 93 765 771 2018 Search in Google Scholar

23 Douchin V., Bohn C., Bouloc P.: Down-regulation of porins by a small RNA bypasses the essentiality of the regulated intramembrane proteolysis protease RseP in Escherichia coli. J. Biol. Chem. 281, 12253–12259 (2006) DouchinV. BohnC. BoulocP. Down-regulation of porins by a small RNA bypasses the essentiality of the regulated intramembrane proteolysis protease RseP in Escherichia coli J. Biol. Chem. 281 12253 12259 2006 10.1074/jbc.M60081920016513633 Search in Google Scholar

24 Escolar L., Perez-Martin J., de Lorenzo V.: Opening the iron box: transcriptional metalloregulation by the Fur protein. J. Bacteriol. 181, 6223–6229 (1999) EscolarL. Perez-MartinJ. de LorenzoV. Opening the iron box: transcriptional metalloregulation by the Fur protein J. Bacteriol. 181 6223 6229 1999 10.1128/JB.181.20.6223-6229.199910375310515908 Search in Google Scholar

25 Fitzgerald D.M., Bonocora R., Wade J.: Comprehensive mapping of the Escherichia coli flagellar regulatory network. PLoS Genet. 10, e1004649 (2014) FitzgeraldD.M. BonocoraR. WadeJ. Comprehensive mapping of the Escherichia coli flagellar regulatory network PLoS Genet. 10 e1004649 2014 10.1371/journal.pgen.1004649418343525275371 Search in Google Scholar

26 Fong J.C.N., Syed K., Klose K., Yldiz F.: Role of Vibrio polysaccharide (vps) genes in VPS production, biofilm formation and Vibrio cholerae pathogenesis. Microbiology (Reading). 156, 2757–2769 (2010) FongJ.C.N. SyedK. KloseK. YldizF. Role of Vibrio polysaccharide (vps) genes in VPS production, biofilm formation and Vibrio cholerae pathogenesis Microbiology (Reading) 156 2757 2769 2010 10.1099/mic.0.040196-0306868920466768 Search in Google Scholar

27 Freeman J.A., Bassler B.L.: A genetic analysis of the function of LuxO, a two-component response regulator involved in quorum sensing in Vibrio harveyi. Mol. Microbiol. 31, 665–677 (1999) FreemanJ.A. BasslerB.L. A genetic analysis of the function of LuxO, a two-component response regulator involved in quorum sensing in Vibrio harveyi Mol. Microbiol. 31 665 677 1999 10.1046/j.1365-2958.1999.01208.x10027982 Search in Google Scholar

28 Gao R., Stock A.M.: Biological insights from structures of two-component proteins. Annu. Rev. Microbiol. 63, 133–154 (2009) GaoR. StockA.M. Biological insights from structures of two-component proteins Annu. Rev. Microbiol. 63 133 154 2009 10.1146/annurev.micro.091208.073214364527419575571 Search in Google Scholar

29 Gimpel M.: The world of small RNAs and regulatory peptides in prokaryotes. https://schaechter.asmblog.org/schaechter/2019/04/the-world-of-small-rnas-and-regulatory-peptides-in-prokaryotes.html (dostęp: 06.09.2022) GimpelM. The world of small RNAs and regulatory peptides in prokaryotes https://schaechter.asmblog.org/schaechter/2019/04/the-world-of-small-rnas-and-regulatory-peptides-in-prokaryotes.html (dostęp: 06.09.2022) Search in Google Scholar

30 Göpel Y., Görke B.: Rewiring two-component signal transduction with small RNAs. Curr. Opin. Microbiol. 15, 132–139 (2012) GöpelY. GörkeB. Rewiring two-component signal transduction with small RNAs Curr. Opin. Microbiol. 15 132 139 2012 10.1016/j.mib.2011.12.00122197250 Search in Google Scholar

31 Gottesman S., McCullen C.A., Guillier M., Vanderpool C.K., Majdalani N., Benhammou J., Thompson K.M., FitzGerald P.C., Sowa N.A., FitzGerald D.J.: Small RNA regulators and the bacterial response to stress. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 71, 1–11 (2006) GottesmanS. McCullenC.A. GuillierM. VanderpoolC.K. MajdalaniN. BenhammouJ. ThompsonK.M. FitzGeraldP.C. SowaN.A. FitzGeraldD.J. Small RNA regulators and the bacterial response to stress Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 71 1 11 2006 10.1101/sqb.2006.71.016359235817381274 Search in Google Scholar

32 Gottesman S.: Small RNAs shed some light. Cell, 118, 1–2 (2004) GottesmanS. Small RNAs shed some light Cell 118 1 2 2004 10.1016/j.cell.2004.06.02415242637 Search in Google Scholar

33 Gottesman S., Storz G.: Bacterial small RNA regulators: versatile roles and rapidly evolving variations. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 3, 12, (2011) GottesmanS. StorzG. Bacterial small RNA regulators: versatile roles and rapidly evolving variations Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 3 12 2011 10.1101/cshperspect.a003798322595020980440 Search in Google Scholar

34 Guillier M., Gottesman S., Storz G.: Modulating the outer membrane with small RNAs. Genes Dev. 20, 2338–2348 (2006) GuillierM. GottesmanS. StorzG. Modulating the outer membrane with small RNAs Genes Dev. 20 2338 2348 2006 10.1101/gad.145750616951250 Search in Google Scholar

35 Guillier M., Gottesman S.: Remodelling of the Escherichia coli outer membrane by two small regulatory RNAs. Mol. Microbiol. 59, 231–247 (2006) GuillierM. GottesmanS. Remodelling of the Escherichia coli outer membrane by two small regulatory RNAs Mol. Microbiol. 59 231 247 2006 10.1111/j.1365-2958.2005.04929.x16359331 Search in Google Scholar

36 Guillier M., Gottesman S.: The 5′ end of two redundant sRNAs is involved in the regulation of multiple targets, including their own regulator. Nucleic Acids Res. 36, 6781–6794 (2008) GuillierM. GottesmanS. The 5′ end of two redundant sRNAs is involved in the regulation of multiple targets, including their own regulator Nucleic Acids Res. 36 6781 6794 2008 10.1093/nar/gkn742258850118953042 Search in Google Scholar

37 Hammar M., Arnqvist A., Bian Z., Olsen A., Normark S.: Expression of two csg operons is required for production of fibronectin- and congo red-binding curli polymers in Escherichia coli K-12. Mol. Microbiol. 18, 661–670 (1995) HammarM. ArnqvistA. BianZ. OlsenA. NormarkS. Expression of two csg operons is required for production of fibronectin- and congo red-binding curli polymers in Escherichia coli K-12 Mol. Microbiol. 18 661 670 1995 10.1111/j.1365-2958.1995.mmi_18040661.x Search in Google Scholar

38 Hammer B.K., Bassler B.L.: Quorum sensing controls biofilm formation in Vibrio cholerae. Mol. Microbiol. 50, 101–104 (2003) HammerB.K. BasslerB.L. Quorum sensing controls biofilm formation in Vibrio cholerae Mol. Microbiol. 50 101 104 2003 10.1046/j.1365-2958.2003.03688.x14507367 Search in Google Scholar

39 Hantke K.: Iron and metal regulation in bacteria. Curr. Opin. Microbiol. 4, 172–177 (2001) HantkeK. Iron and metal regulation in bacteria Curr. Opin. Microbiol. 4 172 177 2001 10.1016/S1369-5274(00)00184-311282473 Search in Google Scholar

40 Hari-Dass R., Shah C., Meyer D., Raynes J.: Serum amyloid A protein binds to outer membrane protein A of gram-negative bacteria. J. Biol. Chem. 280, 18562–18567 (2005) Hari-DassR. ShahC. MeyerD. RaynesJ. Serum amyloid A protein binds to outer membrane protein A of gram-negative bacteria J. Biol. Chem. 280 18562 18567 2005 10.1074/jbc.M50049020015705572 Search in Google Scholar

41 Higgins D.A. Pomianek M., Kraml C., Taylor R., Semmelhack M., Bassler B.: The major Vibrio cholerae autoinducer and its role in virulence factor production. Nature, 450, 883–886 (2007) HigginsD.A. PomianekM. KramlC. TaylorR. SemmelhackM. BasslerB. The major Vibrio cholerae autoinducer and its role in virulence factor production Nature 450 883 886 2007 10.1038/nature0628418004304 Search in Google Scholar

42 Hikita C., Satake Y., Yamada H., Mizuno T., Mizushima S.: Structural and functional characterization of the OmpF and OmpC porins of the Escherichia coli outer membrane: studies involving chimeric proteins. Res. Microbiol. 140, 3, 177–190 (1989) HikitaC. SatakeY. YamadaH. MizunoT. MizushimaS. Structural and functional characterization of the OmpF and OmpC porins of the Escherichia coli outer membrane: studies involving chimeric proteins Res. Microbiol. 140 3 177 190 1989 10.1016/0923-2508(89)90074-02559435 Search in Google Scholar

43 Hoch J.A.: Two-component and phosphorelay signal transduction. Curr. Opin. Microbiol. 3, 165–170 (2000) HochJ.A. Two-component and phosphorelay signal transduction Curr. Opin. Microbiol. 3 165 170 2000 10.1016/S1369-5274(00)00070-9 Search in Google Scholar

44 Holmqvist E., Vogel J.: A small RNA serving both the Hfq and CsrA regulons. Genes Dev. 27, 1073–1078 (2013) HolmqvistE. VogelJ. A small RNA serving both the Hfq and CsrA regulons Genes Dev. 27 1073 1078 2013 10.1101/gad.220178.113367264223699406 Search in Google Scholar

45 Jimenez P.N., Koch G., Thompson J., Xavier K., Cool R., Quax W.: The multiple signaling systems regulating virulence in Pseudomonas aeruginosa. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 76, 46–65 (2012) JimenezP.N. KochG. ThompsonJ. XavierK. CoolR. QuaxW. The multiple signaling systems regulating virulence in Pseudomonas aeruginosa Microbiol. Mol. Biol. Rev. 76 46 65 2012 10.1128/MMBR.05007-11329442422390972 Search in Google Scholar

46 Johansen J. Rasmussen A., Overgaard M., Valentin-Hansen P.: Conserved small non-coding RNAs that belong to the sigmaE regulon: role in down-regulation of outer membrane proteins. J. Mol. Biol. 364, 1–8 (2006) JohansenJ. RasmussenA. OvergaardM. Valentin-HansenP. Conserved small non-coding RNAs that belong to the sigmaE regulon: role in down-regulation of outer membrane proteins J. Mol. Biol. 364 1 8 2006 10.1016/j.jmb.2006.09.00417007876 Search in Google Scholar

47 Juda M., Dadas E., Malm A.: Rola dwuskładnikowych systemów regulacyjnych w chorobotwórczości i lekooporności bakterii. Post. Microbiol. 46, 237–247 (2007) JudaM. DadasE. MalmA. Rola dwuskładnikowych systemów regulacyjnych w chorobotwórczości i lekooporności bakterii Post. Microbiol. 46 237 247 2007 Search in Google Scholar

48 Jung S.A., Chapman C., Ng W.: Quadruple quorum-sensing inputs control Vibrio cholerae virulence and maintain system robustness. PLoS Pathog. 11, e1004837 (2015) JungS.A. ChapmanC. NgW. Quadruple quorum-sensing inputs control Vibrio cholerae virulence and maintain system robustness PLoS Pathog. 11 e1004837 2015 10.1371/journal.ppat.1004837439855625874462 Search in Google Scholar

49 Karlinsey J.E., Tanaka S., Bettenworth V., Yamaguchi S., Boos W., Aizawa S., Hughes K.: Completion of the hook-basal body complex of the Salmonella typhimurium flagellum is coupled to FlgM secretion and fliC transcription. Mol. Microbiol. 37, 1220–1231 (2000) KarlinseyJ.E. TanakaS. BettenworthV. YamaguchiS. BoosW. AizawaS. HughesK. Completion of the hook-basal body complex of the Salmonella typhimurium flagellum is coupled to FlgM secretion and fliC transcription Mol. Microbiol. 37 1220 1231 2000 10.1046/j.1365-2958.2000.02081.x10972838 Search in Google Scholar

50 Kelly R.C., Bolitho M., Higgins D., Lu W., Ng W., Jeffrey P., Robinowitz J., Semmelhack M., Hughson F., Bassler B.: The Vibrio cholerae quorum-sensing autoinducer CAI-1: analysis of the biosynthetic enzyme CqsA. Nat. Chem. Biol. 5, 891–895 (2009) KellyR.C. BolithoM. HigginsD. LuW. NgW. JeffreyP. RobinowitzJ. SemmelhackM. HughsonF. BasslerB. The Vibrio cholerae quorum-sensing autoinducer CAI-1: analysis of the biosynthetic enzyme CqsA Nat. Chem. Biol. 5 891 895 2009 10.1038/nchembio.237284742919838203 Search in Google Scholar

51 Lapouge K., Schubert M., Allain F., Haas D.: Gac/Rsm signal transduction pathway of gamma-proteobacteria: from RNA recognition to regulation of social behaviour. Mol. Microbiol. 67, 241–253 (2008) LapougeK. SchubertM. AllainF. HaasD. Gac/Rsm signal transduction pathway of gamma-proteobacteria: from RNA recognition to regulation of social behaviour Mol. Microbiol. 67 241 253 2008 10.1111/j.1365-2958.2007.06042.x18047567 Search in Google Scholar

52 Lee K., Wen Y., Park N., Kim K.: Quorum sensing and iron-dependent coordinated control of autoinducer-2 production via small RNA RyhB in Vibrio vulnificus. Sci. Rep. 12, 831 (2022) LeeK. WenY. ParkN. KimK. Quorum sensing and iron-dependent coordinated control of autoinducer-2 production via small RNA RyhB in Vibrio vulnificus Sci. Rep. 12 831 2022 10.1038/s41598-021-04757-9876411935039556 Search in Google Scholar

53 Lenz D. Miller M., Zhu J., Kulkarni R., Bassler B.: CsrA and three redundant small RNAs regulate quorum sensing in Vibrio cholerae. Mol. Microbiol. 58, 1186–1202 (2005) LenzD. MillerM. ZhuJ. KulkarniR. BasslerB. CsrA and three redundant small RNAs regulate quorum sensing in Vibrio cholerae Mol. Microbiol. 58 1186 1202 2005 10.1111/j.1365-2958.2005.04902.x16262799 Search in Google Scholar

54 Lenz D., Mok K., Lilley B., Kulkarni R., Wingreen N., Bassler B.: The small RNA chaperone Hfq and multiple small RNAs control quorum sensing in Vibrio harveyi and Vibrio cholerae. Cell, 118, 69–82 (2004) LenzD. MokK. LilleyB. KulkarniR. WingreenN. BasslerB. The small RNA chaperone Hfq and multiple small RNAs control quorum sensing in Vibrio harveyi and Vibrio cholerae Cell 118 69 82 2004 10.1016/j.cell.2004.06.00915242645 Search in Google Scholar

55 Li W., Ying X., Lu Q., Chen L.: Predicting sRNAs and their targets in bacteria. Genomics Proteomics Bioinformatics 10, 276–284 (2012) LiW. YingX. LuQ. ChenL. Predicting sRNAs and their targets in bacteria Genomics Proteomics Bioinformatics 10 276 284 2012 10.1016/j.gpb.2012.09.004505419723200137 Search in Google Scholar

56 Lorenz C., Gesell T., Zimmermann B., Schoebert U., Bilusic I., Rajkowitsch L., Waldsich C., von Haeseler A., Schroeder R.: Genomic SELEX for Hfq-binding RNAs identifies genomic aptamers predominantly in antisense transcripts. Nucleic Acids Res. 38, 3794–3808 (2010) LorenzC. GesellT. ZimmermannB. SchoebertU. BilusicI. RajkowitschL. WaldsichC. von HaeselerA. SchroederR. Genomic SELEX for Hfq-binding RNAs identifies genomic aptamers predominantly in antisense transcripts Nucleic Acids Res. 38 3794 3808 2010 10.1093/nar/gkq032288794220348540 Search in Google Scholar

57 Machtel P.J.: The ample world of riboswitches. Postepy Biochem. 66, 100–110 (2020) MachtelP.J. The ample world of riboswitches Postepy Biochem. 66 100 110 2020 Search in Google Scholar

58 Majdalani N., Hernandez D., Gottesmann S.: Regulation and mode of action of the second small RNA activator of RpoS translation, RprA. Mol. Microbiol. 46, 813–826 (2002) MajdalaniN. HernandezD. GottesmannS. Regulation and mode of action of the second small RNA activator of RpoS translation, RprA Mol. Microbiol. 46 813 826 2002 10.1046/j.1365-2958.2002.03203.x12410838 Search in Google Scholar

59 Majdalani N., Chen S., Murrow J., St John K., Gottesman S.: Regulation of RpoS by a novel small RNA: the characterization of RprA. Mol. Microbiol. 39, 1382–1394 (2001) MajdalaniN. ChenS. MurrowJ. St JohnK. GottesmanS. Regulation of RpoS by a novel small RNA: the characterization of RprA Mol. Microbiol. 39 1382 1394 2001 10.1111/j.1365-2958.2001.02329.x11251852 Search in Google Scholar

60 Mandin P., Gottesman S.: Integrating anaerobic/aerobic sensing and the general stress response through the ArcZ small RNA. EMBO J. 29, 3094–3107 (2010) MandinP. GottesmanS. Integrating anaerobic/aerobic sensing and the general stress response through the ArcZ small RNA EMBO J. 29 3094 3107 2010 10.1038/emboj.2010.179294406020683441 Search in Google Scholar

61 Massé E., Escorcia F., Gottesman S.: Coupled degradation of a small regulatory RNA and its mRNA targets in Escherichia coli. Genes Dev. 17, 2374–2383 (2003) MasséE. EscorciaF. GottesmanS. Coupled degradation of a small regulatory RNA and its mRNA targets in Escherichia coli Genes Dev. 17 2374 2383 2003 10.1101/gad.112710321807512975324 Search in Google Scholar

62 Massé E., Vanderpool C., Gottesman S.: Effect of RyhB small RNA on global iron use in Escherichia coli. J. Bacteriol. 187, 6962–6971 (2005) MasséE. VanderpoolC. GottesmanS. Effect of RyhB small RNA on global iron use in Escherichia coli J. Bacteriol. 187 6962 6971 2005 10.1128/JB.187.20.6962-6971.2005125160116199566 Search in Google Scholar

63 Massé E., Gottesman, S.: A small RNA regulates the expression of genes involved in iron metabolism in Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 99, 4620–4625 (2002) MasséE. GottesmanS. A small RNA regulates the expression of genes involved in iron metabolism in Escherichia coli Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 99 4620 4625 2002 10.1073/pnas.03206659912369711917098 Search in Google Scholar

64 Miller M.B. Skorupski K., Lenz D., Taylor R., Bassler B.: Parallel quorum sensing systems converge to regulate virulence in Vibrio cholerae. Cell, 110, 303–314 (2002) MillerM.B. SkorupskiK. LenzD. TaylorR. BasslerB. Parallel quorum sensing systems converge to regulate virulence in Vibrio cholerae Cell 110 303 314 2002 10.1016/S0092-8674(02)00829-212176318 Search in Google Scholar

65 Miller M.B., Bassler B.L.: Quorum sensing in bacteria. Annu. Rev. Microbiol. 55, 165–199 (2001) MillerM.B. BasslerB.L. Quorum sensing in bacteria Annu. Rev. Microbiol. 55 165 199 2001 10.1146/annurev.micro.55.1.16511544353 Search in Google Scholar

66 Morfeldt E., Taylor D., von Gabain A., Arvidson S.: Activation of alpha-toxin translation in Staphylococcus aureus by the trans-encoded antisense RNA, RNAIII. EMBO J. 14, 4569–4577 (1995) MorfeldtE. TaylorD. von GabainA. ArvidsonS. Activation of alpha-toxin translation in Staphylococcus aureus by the trans-encoded antisense RNA, RNAIII EMBO J. 14 4569 4577 1995 10.1002/j.1460-2075.1995.tb00136.x3945497556100 Search in Google Scholar

67 Neiditch M.B., Federele M., Miller S., Bassler B., Hughson F.: Regulation of LuxPQ receptor activity by the quorum-sensing signal autoinducer-2. Mol. Cell. 18, 507–518 (2005) NeiditchM.B. FedereleM. MillerS. BasslerB. HughsonF. Regulation of LuxPQ receptor activity by the quorum-sensing signal autoinducer-2 Mol. Cell. 18 507 518 2005 10.1016/j.molcel.2005.04.02015916958 Search in Google Scholar

68 Nikaido, H.: Molecular basis of bacterial outer membrane permeability revisited. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 67, 593–656 (2003) NikaidoH. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability revisited Microbiol. Mol. Biol. Rev. 67 593 656 2003 10.1128/MMBR.67.4.593-656.200330905114665678 Search in Google Scholar

69 Oliva G., Sahr T., Buchrieser C.: Small RNAs, 5′ UTR elements and RNA-binding proteins in intracellular bacteria: impact on metabolism and virulence. FEMS Microbiol. Rev. 39, 331–349 (2015) OlivaG. SahrT. BuchrieserC. Small RNAs, 5′ UTR elements and RNA-binding proteins in intracellular bacteria: impact on metabolism and virulence FEMS Microbiol. Rev. 39 331 349 2015 10.1093/femsre/fuv02226009640 Search in Google Scholar

70 Othmer H.G. Xin X., Xue C.: Excitation and adaptation in bacteria-a model signal transduction system that controls taxis and spatial pattern formation. Int. J. Mol. Sci. 14, 9205–9248 (2013) OthmerH.G. XinX. XueC. Excitation and adaptation in bacteria-a model signal transduction system that controls taxis and spatial pattern formation Int. J. Mol. Sci. 14 9205 9248 2013 10.3390/ijms14059205367678023624608 Search in Google Scholar

71 Papon N., Stock, A.M.: Two-component systems. Curr. Biol. 29, R724–R725 (2019) PaponN. StockA.M. Two-component systems Curr. Biol. 29 R724 R725 2019 10.1016/j.cub.2019.06.01031386843 Search in Google Scholar

72 Patel M., Isaacsin M., Gouws E.: Effect of iron and pH on the survival of Vibrio cholerae in water. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg.89, 175–177 (1995) PatelM. IsaacsinM. GouwsE. Effect of iron and pH on the survival of Vibrio cholerae in water Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 89 175 177 1995 10.1016/0035-9203(95)90484-07778142 Search in Google Scholar

73 Pfeiffer V., Papenfort K., Lucchini S., Hinton J., Vogel J.: Coding sequence targeting by MicC RNA reveals bacterial mRNA silencing downstream of translational initiation. Nat. Struct. Mol. Biol. 16, 840–846 (2009) PfeifferV. PapenfortK. LucchiniS. HintonJ. VogelJ. Coding sequence targeting by MicC RNA reveals bacterial mRNA silencing downstream of translational initiation Nat. Struct. Mol. Biol. 16 840 846 2009 10.1038/nsmb.163119620966 Search in Google Scholar

74 Piattelli E., Peltier J., Soutourina O.: Interplay between regulatory RNAs and signal transduction systems during bacterial infection. Genes (Basel), 11, (2020) PiattelliE. PeltierJ. SoutourinaO. Interplay between regulatory RNAs and signal transduction systems during bacterial infection Genes (Basel) 11 2020 10.3390/genes11101209760275333081172 Search in Google Scholar

75 Poole K.: Pseudomonas aeruginosa: resistance to the max. Front. Microbiol. 2, 65 (2011) PooleK. Pseudomonas aeruginosa: resistance to the max Front. Microbiol. 2 65 2011 10.3389/fmicb.2011.00065312897621747788 Search in Google Scholar

76 Postle K., Kadner R.J.: Touch and go: tying TonB to transport. Mol. Microbiol. 49, 869–882 (2003) PostleK. KadnerR.J. Touch and go: tying TonB to transport Mol. Microbiol. 49 869 882 2003 10.1046/j.1365-2958.2003.03629.x12890014 Search in Google Scholar

77 Prévost K., Salvail H., Desnowyers G., Phaneuf E., Masse E.: The small RNA RyhB activates the translation of shiA mRNA encoding a permease of shikimate, a compound involved in siderophore synthesis. Mol. Microbiol. 64, 1260–1273 (2007) PrévostK. SalvailH. DesnowyersG. PhaneufE. MasseE. The small RNA RyhB activates the translation of shiA mRNA encoding a permease of shikimate, a compound involved in siderophore synthesis Mol. Microbiol. 64 1260 1273 2007 10.1111/j.1365-2958.2007.05733.x17542919 Search in Google Scholar

78 Rabsch W., Klebba P. i wsp.: FepA- and TonB-dependent bacteriophage H8: receptor binding and genomic sequence. J. Bacteriol. 189, 5658–5674 (2007) RabschW. KlebbaP. FepA- and TonB-dependent bacteriophage H8: receptor binding and genomic sequence J. Bacteriol. 189 5658 5674 2007 10.1128/JB.00437-07195183117526714 Search in Google Scholar

79 Raczkowska A., Skorek K., Bielecki J., Brzostek K.: OmpR controls Yersinia enterocolitica motility by positive regulation of flhDC expression. Antonie Van Leeuwenhoek, 99, 381–394 (2011) RaczkowskaA. SkorekK. BieleckiJ. BrzostekK. OmpR controls Yersinia enterocolitica motility by positive regulation of flhDC expression Antonie Van Leeuwenhoek 99 381 394 2011 10.1007/s10482-010-9503-8303219320830609 Search in Google Scholar

80 Rasmussen A.A., Eriksen M., Gilany K., Udesen C., Franch T., Petersen C., Valentin-Hansen P.: Regulation of ompA mRNA stability: the role of a small regulatory RNA in growth phase-dependent control. Mol. Microbiol. 58, 1421–1429 (2005) RasmussenA.A. EriksenM. GilanyK. UdesenC. FranchT. PetersenC. Valentin-HansenP. Regulation of ompA mRNA stability: the role of a small regulatory RNA in growth phase-dependent control Mol. Microbiol. 58 1421 1429 2005 10.1111/j.1365-2958.2005.04911.x16313626 Search in Google Scholar

81 Ratledge C., Dover L.G.: Iron metabolism in pathogenic bacteria. Annu. Rev. Microbiol. 54, 881–941 (2000) RatledgeC. DoverL.G. Iron metabolism in pathogenic bacteria Annu. Rev. Microbiol. 54 881 941 2000 10.1146/annurev.micro.54.1.88111018148 Search in Google Scholar

82 Romeo T.: Global regulation by the small RNA-binding protein CsrA and the non-coding RNA molecule CsrB. Mol. Microbiol. 29, 1321–1330 (1998) RomeoT. Global regulation by the small RNA-binding protein CsrA and the non-coding RNA molecule CsrB Mol. Microbiol. 29 1321 1330 1998 10.1046/j.1365-2958.1998.01021.x9781871 Search in Google Scholar

83 Romeo T., Gong M., Liu M., Brun-Zinkernagel A.: Identification and molecular characterization of csrA, a pleiotropic gene from Escherichia coli that affects glycogen biosynthesis, gluconeogenesis, cell size, and surface properties. J. Bacteriol. 175, 4744–4755 (1993) RomeoT. GongM. LiuM. Brun-ZinkernagelA. Identification and molecular characterization of csrA, a pleiotropic gene from Escherichia coli that affects glycogen biosynthesis, gluconeogenesis, cell size, and surface properties J. Bacteriol. 175 4744 4755 1993 10.1128/jb.175.15.4744-4755.19932049268393005 Search in Google Scholar

84 Romilly C., Hoekzema M., Holmqvists., Wagner E.: Small RNAs OmrA and OmrB promote class III flagellar gene expression by inhibiting the synthesis of anti-Sigma factor FlgM. RNA Biol. 17, 872–880 (2020) RomillyC. HoekzemaM. Holmqvists WagnerE. Small RNAs OmrA and OmrB promote class III flagellar gene expression by inhibiting the synthesis of anti-Sigma factor FlgM RNA Biol. 17 872 880 2020 10.1080/15476286.2020.1733801754964432133913 Search in Google Scholar

85 Rutherford S.T., van Kessel, Shao Y., Bassler B.: AphA and LuxR/HapR reciprocally control quorum sensing in Vibrios. Genes Dev. 25, 397–408 (2011) RutherfordS.T. van Kessel ShaoY. BasslerB. AphA and LuxR/HapR reciprocally control quorum sensing in Vibrios Genes Dev. 25 397 408 2011 10.1101/gad.2015011304216221325136 Search in Google Scholar

86 Saberi F., Kamali M., Najafi A., Yazdanparast A., Moghaddam M.: Natural antisense RNAs as mRNA regulatory elements in bacteria: a review on function and applications. Cell. Mol. Biol. Lett. 21, 6 (2016) SaberiF. KamaliM. NajafiA. YazdanparastA. MoghaddamM. Natural antisense RNAs as mRNA regulatory elements in bacteria: a review on function and applications Cell. Mol. Biol. Lett. 21 6 2016 10.1186/s11658-016-0007-z541583928536609 Search in Google Scholar

87 Sauer E., Weichenrieder O.: Structural basis for RNA 3′-end recognition by Hfq. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 108, 13065–13070 (2011) SauerE. WeichenriederO. Structural basis for RNA 3′-end recognition by Hfq Proc. Natl. Acad. Sci. USA 108 13065 13070 2011 10.1073/pnas.1103420108315619021737752 Search in Google Scholar

88 Serra D.O., Hengge R.: A c-di-GMP-based switch controls local heterogeneity of extracellular matrix synthesis which is crucial for integrity and morphogenesis of Escherichia coli macrocolony biofilms. J. Mol. Biol. 431, 4775–4793 (2019) SerraD.O. HenggeR. A c-di-GMP-based switch controls local heterogeneity of extracellular matrix synthesis which is crucial for integrity and morphogenesis of Escherichia coli macrocolony biofilms J. Mol. Biol. 431 4775 4793 2019 10.1016/j.jmb.2019.04.00130954572 Search in Google Scholar

89 Sharma C.M., Darfeuille F., Plantinga T.H., Vogel J.: A small RNA regulates multiple ABC transporter mRNAs by targeting C/A-rich elements inside and upstream of ribosome-binding sites. Genes Dev. 21, 2804–2817 (2007) SharmaC.M. DarfeuilleF. PlantingaT.H. VogelJ. A small RNA regulates multiple ABC transporter mRNAs by targeting C/A-rich elements inside and upstream of ribosome-binding sites Genes Dev. 21 2804 2817 2007 10.1101/gad.447207204513317974919 Search in Google Scholar

90 Shikuma N.J., Fong J., Odell L., Perchuk B., Laub M., Yildiz F.: Overexpression of VpsS, a hybrid sensor kinase, enhances biofilm formation in Vibrio cholerae. J. Bacteriol. 191, 5147–5158 (2009) ShikumaN.J. FongJ. OdellL. PerchukB. LaubM. YildizF. Overexpression of VpsS, a hybrid sensor kinase, enhances biofilm formation in Vibrio cholerae J. Bacteriol. 191 5147 5158 2009 10.1128/JB.00401-09272558119525342 Search in Google Scholar

91 Shimada T., Takada H., Yamamoto K., Ishihama A.: Expanded roles of two-component response regulator OmpR in Escherichia coli: genomic SELEX search for novel regulation targets. Genes Cells. 20, 915–931 (2015) ShimadaT. TakadaH. YamamotoK. IshihamaA. Expanded roles of two-component response regulator OmpR in Escherichia coli: genomic SELEX search for novel regulation targets Genes Cells. 20 915 931 2015 10.1111/gtc.1228226332955 Search in Google Scholar

92 Soncini F.C., Groisman E.A.: Two-component regulatory systems can interact to process multiple environmental signals. J. Bacteriol. 178, 6796–6801 (1996) SonciniF.C. GroismanE.A. Two-component regulatory systems can interact to process multiple environmental signals J. Bacteriol. 178 6796 6801 1996 10.1128/jb.178.23.6796-6801.19961785788955299 Search in Google Scholar

93 Storz G., Vogel J., Wassarman K.: Regulation by small RNAs in bacteria: expanding frontiers. Mol. Cell. 43, 880–891 (2011) StorzG. VogelJ. WassarmanK. Regulation by small RNAs in bacteria: expanding frontiers Mol. Cell. 43 880 891 2011 10.1016/j.molcel.2011.08.022317644021925377 Search in Google Scholar

94 Sultan S.Z., Silva A., Benitez J.: The PhoB regulatory system modulates biofilm formation and stress response in El Tor biotype Vibrio cholerae. FEMS Microbiol. Lett. 302, 22–31 (2010) SultanS.Z. SilvaA. BenitezJ. The PhoB regulatory system modulates biofilm formation and stress response in El Tor biotype Vibrio cholerae FEMS Microbiol. Lett. 302 22 31 2010 10.1111/j.1574-6968.2009.01837.x279293819909344 Search in Google Scholar

95 Tamayo R., Tischler A. Camilli A.: The EAL domain protein VieA is a cyclic diguanylate phosphodiesterase. J. Biol. Chem. 280, 33324–33330 (2005) TamayoR. TischlerA. CamilliA. The EAL domain protein VieA is a cyclic diguanylate phosphodiesterase J. Biol. Chem. 280 33324 33330 2005 10.1074/jbc.M506500200277682816081414 Search in Google Scholar

96 Taylor R.K., Miller V., Furlong D., Mekalanos J.: Use of phoA gene fusions to identify a pilus colonization factor coordinately regulated with cholera toxin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84, 2833–2837 (1987) TaylorR.K. MillerV. FurlongD. MekalanosJ. Use of phoA gene fusions to identify a pilus colonization factor coordinately regulated with cholera toxin Proc. Natl. Acad. Sci. USA 84 2833 2837 1987 10.1073/pnas.84.9.28333047542883655 Search in Google Scholar

97 Teschler J.K., Cheng A., Yildiz F.: The two-component signal transduction system VxrAB positively regulates Vibrio cholerae biofilm formation. J. Bacteriol. 199, (2017) TeschlerJ.K. ChengA. YildizF. The two-component signal transduction system VxrAB positively regulates Vibrio cholerae biofilm formation J. Bacteriol. 199 2017 10.1128/JB.00139-17557307428607158 Search in Google Scholar

98 Tischler A.D., Camilli A.: Cyclic diguanylate (c-di-GMP) regulates Vibrio cholerae biofilm formation. Mol. Microbiol. 53, 857–869 (2004) TischlerA.D. CamilliA. Cyclic diguanylate (c-di-GMP) regulates Vibrio cholerae biofilm formation Mol. Microbiol. 53 857 869 2004 10.1111/j.1365-2958.2004.04155.x279042415255898 Search in Google Scholar

99 Tsou A.M., Liu Z., Cai T., Zhu J.: The VarS/VarA two-component system modulates the activity of the Vibrio cholerae quorum-sensing transcriptional regulator HapR. Microbiology (Reading), 157, 1620–1628 (2011) TsouA.M. LiuZ. CaiT. ZhuJ. The VarS/VarA two-component system modulates the activity of the Vibrio cholerae quorum-sensing transcriptional regulator HapR Microbiology (Reading) 157 1620 1628 2011 10.1099/mic.0.046235-0316791621393367 Search in Google Scholar

100 Udekwu K.I., Darfeuille F., Vogel J., Reimegard J., Holmqvist E., Wagner E.: Hfq-dependent regulation of OmpA synthesis is mediated by an antisense RNA. Genes Dev. 19, 2355–2366 (2005) UdekwuK.I. DarfeuilleF. VogelJ. ReimegardJ. HolmqvistE. WagnerE. Hfq-dependent regulation of OmpA synthesis is mediated by an antisense RNA Genes Dev. 19 2355 2366 2005 10.1101/gad.354405124004416204185 Search in Google Scholar

101 Urbanowicz P., Gniadkowski M.: “Ciężkozbrojny” Pseudomonas aeruginosa: mechanizmy lekooporności i ich tło genetyczne. Kosmos, 66, 11–29 (2017) UrbanowiczP. GniadkowskiM. “Ciężkozbrojny” Pseudomonas aeruginosa: mechanizmy lekooporności i ich tło genetyczne Kosmos 66 11 29 2017 Search in Google Scholar

102 Valverde C., Haas D.: Small RNAs controlled by two-component systems. Adv. Exp. Med. Biol. 631, 54–79 (2008) ValverdeC. HaasD. Small RNAs controlled by two-component systems Adv. Exp. Med. Biol. 631 54 79 2008 10.1007/978-0-387-78885-2_518792682 Search in Google Scholar

103 Vecerek B., Moll I., Blasi U.: Control of Fur synthesis by the non-coding RNA RyhB and iron-responsive decoding. EMBO J.26, 965–975 (2007) VecerekB. MollI. BlasiU. Control of Fur synthesis by the non-coding RNA RyhB and iron-responsive decoding EMBO J. 26 965 975 2007 10.1038/sj.emboj.7601553185283517268550 Search in Google Scholar

104 Vestby L.K., Gronseth T., Simm R., Nesse L.: Bacterial biofilm and its role in the pathogenesis of disease. Antibiotics (Basel), 9, 2, (2020) VestbyL.K. GronsethT. SimmR. NesseL. Bacterial biofilm and its role in the pathogenesis of disease Antibiotics (Basel) 9 2 2020 10.3390/antibiotics9020059716782032028684 Search in Google Scholar

105 Viegas S.C., Arraiano C.M.: Regulating the regulators: How ribonucleases dictate the rules in the control of small non-coding RNAs. RNA Biol. 5, 4, 230–243 (2008) ViegasS.C. ArraianoC.M. Regulating the regulators: How ribonucleases dictate the rules in the control of small non-coding RNAs RNA Biol. 5 4 230 243 2008 10.4161/rna.691518981732 Search in Google Scholar

106 Vogel J., Bartels V., Tang T., Churakov G., Slagter-Jager J., Huttenhofer A., Wagner E.: RNomics in Escherichia coli detects new sRNA species and indicates parallel transcriptional output in bacteria. Nucleic Acids Res. 31, 6435–6443 (2003) VogelJ. BartelsV. TangT. ChurakovG. Slagter-JagerJ. HuttenhoferA. WagnerE. RNomics in Escherichia coli detects new sRNA species and indicates parallel transcriptional output in bacteria Nucleic Acids Res. 31 6435 6443 2003 10.1093/nar/gkg86727556114602901 Search in Google Scholar

107 Wagner E.G.H., Altuvia S., Romby P.: Antisense RNAs in bacteria and their genetic elements. Adv. Genet. 46, 361–398 (2002) WagnerE.G.H. AltuviaS. RombyP. Antisense RNAs in bacteria and their genetic elements Adv. Genet. 46 361 398 2002 10.1016/S0065-2660(02)46013-0 Search in Google Scholar

108 Wassarman K.M., Repoila F., Rosenow C., Storz G., Gottesman S.: Identification of novel small RNAs using comparative genomics and microarrays. Genes Dev. 15, 1637–1651 (2001) WassarmanK.M. RepoilaF. RosenowC. StorzG. GottesmanS. Identification of novel small RNAs using comparative genomics and microarrays Genes Dev. 15 1637 1651 2001 10.1101/gad.90100131272711445539 Search in Google Scholar

109 Wassarman K.M.: Small RNAs in bacteria: diverse regulators of gene expression in response to environmental changes. Cell, 109, 141–144 (2002) WassarmanK.M. Small RNAs in bacteria: diverse regulators of gene expression in response to environmental changes Cell 109 141 144 2002 10.1016/S0092-8674(02)00717-1 Search in Google Scholar

110 Watnick P.I., Kolter R.: Steps in the development of a Vibrio cholerae El Tor biofilm. Mol. Microbiol. 34, 586–595 (1999) WatnickP.I. KolterR. Steps in the development of a Vibrio cholerae El Tor biofilm Mol. Microbiol. 34 586 595 1999 10.1046/j.1365-2958.1999.01624.x286054310564499 Search in Google Scholar

111 Weiser J.N., Gotschlich E.C.: Outer membrane protein A (OmpA) contributes to serum resistance and pathogenicity of Escherichia coli K-1. Infect. Immun. 59, 2252–2258 (1991) WeiserJ.N. GotschlichE.C. Outer membrane protein A (OmpA) contributes to serum resistance and pathogenicity of Escherichia coli K-1 Infect. Immun. 59 2252 2258 1991 10.1128/iai.59.7.2252-2258.19912580031646768 Search in Google Scholar

112 Wen Y., Kim I., Son J., Lee B., Kim K.: Iron and quorum sensing coordinately regulate the expression of vulnibactin biosynthesis in Vibrio vulnificus. J. Biol. Chem. 287, 26727–26739 (2012) WenY. KimI. SonJ. LeeB. KimK. Iron and quorum sensing coordinately regulate the expression of vulnibactin biosynthesis in Vibrio vulnificus J. Biol. Chem. 287 26727 26739 2012 10.1074/jbc.M112.374165341101122696215 Search in Google Scholar

113 Wen Y., Kim I., Kim K.: Iron- and quorum-sensing signals converge on small quorum-regulatory RNAs for coordinated regulation of virulence factors in Vibrio vulnificus. J. Biol. Chem. 291, 14213–14230 (2016) WenY. KimI. KimK. Iron- and quorum-sensing signals converge on small quorum-regulatory RNAs for coordinated regulation of virulence factors in Vibrio vulnificus J. Biol. Chem. 291 14213 14230 2016 10.1074/jbc.M116.714063493317827151217 Search in Google Scholar

114 Wright A.C., Simpson L., Oliver J.: Role of iron in the pathogenesis of Vibrio vulnificus infections. Infect. Immun. 34, 503–507 (1981) WrightA.C. SimpsonL. OliverJ. Role of iron in the pathogenesis of Vibrio vulnificus infections Infect. Immun. 34 503 507 1981 10.1128/iai.34.2.503-507.19813508957309236 Search in Google Scholar

115 Yi L., Li J., Liu B., Wang Y.: Advances in research on signal molecules regulating biofilms. World J. Microbiol. Biotechnol. 35, 130 (2019) YiL. LiJ. LiuB. WangY. Advances in research on signal molecules regulating biofilms World J. Microbiol. Biotechnol. 35 130 2019 10.1007/s11274-019-2706-x31385043 Search in Google Scholar

116 Yildiz F.H., Dolganov N., Schoolnik G.: VpsR, a member of the response regulators of the two-component regulatory systems, is required for expression of vps biosynthesis genes and EPS(ETr)-associated phenotypes in Vibrio cholerae O1 El Tor. J. Bacteriol. 183, 1716–1726 (2001) YildizF.H. DolganovN. SchoolnikG. VpsR, a member of the response regulators of the two-component regulatory systems, is required for expression of vps biosynthesis genes and EPS(ETr)-associated phenotypes in Vibrio cholerae O1 El Tor J. Bacteriol. 183 1716 1726 2001 10.1128/JB.183.5.1716-1726.20019505711160103 Search in Google Scholar

117 Zhang A., Schu D., Tjaden B., Storz G., Gottesman S.: Mutations in interaction surfaces differentially impact E. coli Hfq association with small RNAs and their mRNA targets. J. Mol. Biol. 425, 3678–3697 (2013) ZhangA. SchuD. TjadenB. StorzG. GottesmanS. Mutations in interaction surfaces differentially impact E. coli Hfq association with small RNAs and their mRNA targets J. Mol. Biol. 425 3678 3697 2013 10.1016/j.jmb.2013.01.006364067423318956 Search in Google Scholar

118 Zhu J., Miller M., Vance R., Dziejman M., Bassler B., Mekalanos J.: Quorum-sensing regulators control virulence gene expression in Vibrio cholerae. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 99, 3129–3134 (2002) ZhuJ. MillerM. VanceR. DziejmanM. BasslerB. MekalanosJ. Quorum-sensing regulators control virulence gene expression in Vibrio cholerae Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 99 3129 3134 2002 10.1073/pnas.05269429912248411854465 Search in Google Scholar

Postępy Mikrobiologii - Advancements of Microbiology

Interactions between Small Regulatory RNAs and Two-Component Signal Transduction Systems in Gram-Negative Bacteria

Karolina Jaworska,
Karolina Jaworska,
Weronika Staniszewska,
Weronika Staniszewska,
Patrycja Gomza,
Patrycja Gomza,
Paula Rożen,
Paula Rożen,
Katarzyna Brzostek and
Katarzyna Brzostek and
Adrianna Raczkowska
Adrianna Raczkowska

Published Online: 30 Nov 2022

Volume & Issue: Volume 61 (2022) - Issue 4 (December 2022)

Page range: 191 - 204

Received: 01 Apr 2022

Accepted: 01 Sep 2022

Journal & Issue Details

Postępy Mikrobiologii - Advancements of Microbiology

PDF Preview

Article

Ryc. 1

Ryc. 2

Ryc. 3

Ryc. 4

Ryc. 5

Figures & Tables

Ryc. 1

Ryc. 2

Ryc. 3

Ryc. 4

Ryc. 5

References

Recent Articles

Plan your remote conference with Sciendo

Postępy Mikrobiologii - Advancements of Microbiology

Interactions between Small Regulatory RNAs and Two-Component Signal Transduction Systems in Gram-Negative Bacteria

Karolina Jaworska,Karolina Jaworska,Weronika Staniszewska,Weronika Staniszewska,Patrycja Gomza,Patrycja Gomza,Paula Rożen,Paula Rożen,Katarzyna Brzostek andKatarzyna Brzostek andAdrianna RaczkowskaAdrianna Raczkowska

Published Online: 30 Nov 2022

Volume & Issue: Volume 61 (2022) - Issue 4 (December 2022)

Page range: 191 - 204

Received: 01 Apr 2022

Accepted: 01 Sep 2022

Journal & Issue Details

Postępy Mikrobiologii - Advancements of Microbiology

PDF Preview

Article

Ryc. 1

Ryc. 2

Ryc. 3

Ryc. 4

Ryc. 5

Figures & Tables

Ryc. 1

Ryc. 2

Ryc. 3

Ryc. 4

Ryc. 5

References

Recent Articles

Plan your remote conference with Sciendo

Karolina Jaworska,
Karolina Jaworska,
Weronika Staniszewska,
Weronika Staniszewska,
Patrycja Gomza,
Patrycja Gomza,
Paula Rożen,
Paula Rożen,
Katarzyna Brzostek and
Katarzyna Brzostek and
Adrianna Raczkowska
Adrianna Raczkowska