1. bookVolume 72 (2021): Issue 2 (June 2021)
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Journal
eISSN
2719-5430
First Published
30 Mar 2016
Publication timeframe
4 times per year
Languages
English
access type Open Access

Use of proteases to improve filtration and stability of Austrian wine

Published Online: 09 May 2022
Volume & Issue: Volume 72 (2021) - Issue 2 (June 2021)
Page range: 93 - 103
Received: 17 Jun 2021
Accepted: 06 Sep 2021
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eISSN
2719-5430
First Published
30 Mar 2016
Publication timeframe
4 times per year
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English
Abstract

Wine haze often occurs after bottling due to insufficient protein stabilization and is often referred as a quality defect by customers. To prevent wine haze, bentonite is commonly used to remove certain protein fractions. Proteases may represent an alternative to bentonite, especially Aspergillopepsin. The aim of this work was to find out if there are advantages for winemaker by using an acid protease, in the field of filtration performance and prophylaxis for protein haze. For this purpose, the products Lallzyme P1 and Lallzyme P2 from the company Lallemand GmbH were tested on the variety Green Veltliner. The results showed that there were large differences in filtration performance. Enzyme addition increased filterability of wines, whereas heating sample lowered it. The best filterability was shown by sample to which both enzyme Lallzyme P1, Lallzyme P2 and pectinases were added and heated. The blocking value was highest where no enzymes were added. However, in the visualization of the proteins by SDS-PAGE, differences in band patterns before and after enzyme treatment could be detected. Sensory, heated wines could be clearly differentiated from unheated samples. The enzyme variants themselves did not show any major difference in taste within the different variants.

Keywords

Schlagwörter

Einleitung

Ein wesentlicher Schritt bei der Herstellung von Weiß-, Rosé- und Schaumweinen ist die Entfernung von hitzeinstabilen Traubenproteinen. Diese Proteine, die unter bestimmten Bedingungen instabil sind, können zu lichtstreuenden Partikel aggregieren und die Weine trüb erscheinen lassen (Bayly und Berg, 1967; Waters et al., 2005). Trotz der Tatsache, dass die Proteinaggregation kein Gesundheitsrisiko darstellt, ist die Trübung in Weinen ein wichtiges ästhetisches Problem und stellt einen Qualitätsmangel dar (Bayly und Berg, 1967; Hsu und Heatherbell, 1987). Obwohl der Mechanismus der Proteintrübungsbildung in Weißwein nicht vollständig geklärt ist, haben die Forschungen ergeben, dass die Proteininstabilität nicht vom Gesamtproteingehalt des Weins abhängt, sondern vielmehr von pathogen-bezogenen (PR) Proteinen, zu denen Chitinasen (CH) und thaumatin-ähnlichen Proteine (TLP) gehören (Moretti und Berg, 1965; Bayly und Berg, 1967; Waters et al., 2005). Es handelt sich um kleine Proteine mit einem Molekulargewicht von 24 kDa (TLP) bzw. 32 kDa (CH) (Ferreira et al., 2002). Da beide resistent gegen Proteolyse und niedrigen pH-Wert sind, können sie nach der Gärung im Wein verbleiben (Waters et al., 1991; Waters et al., 1998; Tabilo-Munizaga et al., 2014). Ihre Konzentration und Zusammensetzung variiert in reifen Trauben und Traubensaft mit der Sorte, dem Jahrgang, dem Krankheitsdruck und sogar den Erntebedingungen (Hayaska et al., 2001; Monteiro et al., 2003; Girbau et al., 2004; Pocock et al., 1998; Tian et al., 2015; Wigand, 2008).

Die Proteinstabilität von Weinen wurde bisher durch die Zugabe von Bentonit erreicht (Waters et al., 2005). Die Bentonit-Schönung ist eine kostengünstige und effektive Methode zur Entfernung von instabilen trübungsbildenden Proteinen aus Wein oder Traubensaft (Marangon et al., 2012). Aber die Absorption auf Bentonit ist unspezifisch und kann ebenfalls die Weinqualität beeinträchtigen. Neben Proteinen entfernt Bentonit auch verschiedene Moleküle oder Aggregate, die als Aroma- und Geschmacksstoffe beteiligt sind, was insgesamt zu einer Verringerung der organoleptischen Eigenschaften von Wein führt (Ferreira et al., 2002).

Aus diesen Gründen wurden viele Studien durchgeführt, um alternative Techniken zur Entfernung von Weinproteinen zu finden. Eine dieser Techniken beruht auf der Anwen-dung von Enzymen bzw. Proteasen zum Abbau der Trauben und Weinproteine.

Proteasen (Peptidasen) sind Enzyme, die Peptidbindungen in Proteinen hydrolytisch spalten und basierend auf ihrem Wirkungsort (im Inneren oder an der terminalen Polypeptidkette) werden sie in Endopeptidasen und Exopeptidasen unterteilt (Kanost und Clarke et al., 2005). Allerdings gibt es derzeit wenige Arbeiten, die sich mit dem Einsatz von Protease im Wein beschäftig haben (Fischerleitner et al. 2003; Radlinger, 2003; Marangon et al., 2012).

Es wurden erst kürzlich entwickelte Produkte von der Firma Lallemand GmbH getestet, die für einen folgenden Proteaseeinsatz im Wein vorgesehen sind. Dieses Produkt, genannt Lallzyme P1 und Lallzyme P2, wurde erstmals im Versuch an der Sorte Grüner Veltliner erprobt. Zusätzlich war es spannend festzuhalten, ob es Vorteile für den Winzer beim Einsatz einer sauren Protease gibt, im Bereich Filtrationsleistung und Prophylaxe für Eiweißtrübungen. Derzeit ist die Zugabe von Protease in Wein in Österreich noch nicht erlaubt (Weingesetz, 2020), aber es wird in der OIV (Internationale Organisation von Rebe und Wein) bereits an einer Resolution OIV-OENO-TECHNO 14-541 gearbeitet, als Vorlage für Rechtsakte, welche den Mitgliedstaaten freisteht, umzusetzen.

Material und Methode
Traubenmaterial und Verarbeitung

Die Herkunft des Traubenmaterials Grüner Veltliner aus dem Jahre 2019 stammt vom Versuchsgut Götzhof der HBLAuBA in Langenzersdorf. Die Trauben wurden in der Abteilung Kellerwirtschaft abgepresst sowie geschwefelt und für 24 h wurde der Most abgesetzt, sonst waren die Moste unbehandelt bzw. weitere Mostschönungen wurden nicht durchgeführt. In der Abteilung Obstbau erfolgte die Erhitzung (E) auf 75 °C für 1 min in dem Pasteur-Gerät (KKP360, Kreuzmayr GmbH, Wallern an der Traun, Österreich).

Der Most wurde in 34-L-Glasflaschen und in drei Tanks abgefüllt. Die Versuchsansätze (Abbildung 1) wurden mit der Hefe Lalvin® EC1118 (Lallemand GmbH, Wien, Österreich; 10 g/30 l), Vitamin B1 (Vitamon® B Sticks, Erbslöh GmbH, Geisenheim, Deutschland; 18 mg/30 l) und Diammoniumphosphat (Preziso Hefenährstoffbasis Basis B, RWA, Wien, Österreich; 7 g/30 l) versetzt. Es wurden diese Enzymkomplexe verwendet. Lallzyme-P1-Versuchsenzym (Lallemand GmbH, Wien, Österreich; 1 ml/30 l) ist eine Mischung aus Pectinase, Hemicellulose und einer sauren Protease (EC 3.4.23.18 Endopeptidase, Aspergillopepsin I, Lallemand GmbH, Wien), Lallzyme-P2-Versuchsenzym (Lallemand GmbH, Wien, Österreich; 1 ml/30 l) ist eine saure Protease (EC 3.4.23.18 Endopeptidase, Aspergillopepsin I, Lallemand GmbH, Wien) alleine und Lallzyme C-MAX™ (Lallemand GmbH, Wien, Österreich, 1 mg/30 l) enthält eine Pektinase und Hemicellulose. Ansatz 1 stellt bei den Kleingebinden die Nullvariante dar und beinhaltet nur die oben angeführten Nährstoffe. Der Ansatz 2 beinhaltet zusätzlich alle Enzymkomplexe, der Ansatz 3 Lallzyme P2 sowie der Ansatz 4 Lallzyme C-MAX™ und Lallzyme P1. Der Tank TU1 war unerhitzt (U), beinhaltet die oben angeführte Nährstoffzugabe, TU2 war erhitzt; es wurden die Enzyme des Ansatzes 2 inklusive aller Nährstoffe verabreicht. TE2 unterschied sich von TU2 durch eine 1 min lange Erhitzung auf 75 °C.

Abbildung 1

Darstellung des Versuchsansatzes

Figure 1. Representation of the experimental approach

Gärkontrolle

Die Gärkontrolle erfolgte durch tägliche Messungen mit einem Oenofoss™-Messgerätes (Fa. Foss GmbH, Hilleroed, Dänemark). Es wurde Alkohol, Zucker, Gesamtsäure, Apfelsäure, pH-Wert und flüchtige Säure erhoben. Am Ende der Gärung bei 20 °C wurden mittels des FTIR (Fourier-transformierter Infrarotspektroskopie, Wine Scan, Firma Foss, Hilleroed, Dänemark) die Messdaten des Jungweines erhoben und anschließend erhielten die Weine 25 mg/l Kaliumpyrosufit.

Bestimmung des Verblockungsindex, der Filtrierbarkeit und des nephelometrischen Trübungswertes

Der Plugging-Index – Verblockungsindex – (Abbildung 2) nach Schillinger und Steindl-Kratochvil (2003) stellt die Zeitdifferenz der Filtration zweier exakt definierter Volumina durch einen spezifizierten Membranfilter in einem Messvorgang ohne Unterbrechung bei definiertem konstantem Druck dar. Die Messung wurde unter 2 bar mit einer definierten Membran (Filter Supor® 0,45 μm 25 mm PES 100/pk, Art.: 60172 Pall Coporation, Mexiko) durchgeführt. Aufgrund der geringen Durchflussleistung wurden die Volumina auf ein 1/10 reduziert. Die Berechnung des Verblockungsindexes erfolgte in Sekunden und wurde modifiziert von Schillinger und Steindl-Kratochvil (2003) übernommen. Es wurden Volumina von 20 g und 40 g herangezogen. Die Filtrierbarkeit des maximalen Volumens (VMax-Bestimmung) repräsentiert das maximale filtrierbare Volumen einer Flüssigkeit, in unserem Fall Wein, durch eine definierte Membran (Supor® 0,45 μm 47 mm PES 100/pk, Art.:60173 Pall Coperation, Mexiko). Die Filtermembran der Filtrationsapparatur wurde in entionisiertes Wasser getaucht und bei jeder Messung gewechselt. Es wurde in den ersten 3 min alle 15 sec die Flüssigkeitsmenge über die Messung des Gewichtes bestimmt, nach 3 Minuten alle 30 sec bis zur letzten Messung hin bis 10 min. Die Messung erfolgte unter 1 bar Druck. Die Berechnung des maximalen filtrierbaren Volumens erfolgte nach der Formel von Schillinger und Steindl-Kratochvil (2003). Der NTU- (Nephelometrischer Trübungswert) Wert wurde mittels Turb® 430 IR, WTW (Artikel-Nr.: WW600321, Xylem Analytics Germany Sales GmbH & Co. KG, Deutschland) ermittelt.

Abbildung 2

Verwendete Filtrierhalterung für die Bestimmung des Verblockungsindexes und der maximalen Filtrierleistung

Figure 2. Filter holder used to determine the plugging index and the maximum filtering capacity

Abfüllung der Flaschen

Die Weine wurden in Flaschen abgefüllt als Vorbereitung für eine sensorische Verkostung. Die Abfüllung der Flaschen erfolgt nach einer Vorbehandlung mit Lallzyme HCTM (Lallemand GmbH, Wien Österreich), eine Mischung aus Polygalacturonase, Pectin-Esterase und Pectin-Lyase, damit eine Abschlussfiltration durchgeführt werden konnte.

Sensorische Verkostung

Die sensorische Verkostung wurde mit sechs erfahrenen Verkostern durchgeführt, wobei alle subjektiven Eindrücke in Form von Rangordnungstests und deskriptiver Beschreibung gesammelt und zusammengefasst wurden.

Erhebung des Bentonitbedarfes mittels Bentotest

Bentonitbedarf, Wärmestabilitätstest und Schönungsvorversuch wurden nach hausinternen Protokollen der Abteilung Chemie durchgeführt.

Darstellung der Proteine mittels SDS-Gele

Zur Probenvorbereitung zur Darstellung der Proteine mittels SDS- (Sodium Dodecyl Sulfat Polyacrylamid) Gele wurden die Weinproben filtriert (Faltenfilter 595 ½, Artikel-Nr.: 10311645 und 602 H ½, Artikel-Nr.: 10312645, Fa. GE Healthcare Life Sciences, Whatman™, Deutschland), danach erfolgte eine Proteinaufkonzentrierung durch Acetonfällung. Es wurden 2 ml Wein mit 8 ml Aceton (Fa. Roth, Artikel-Nr.: 5025.6, Österreich) bei −18 °C versetzt und 10 min mit 10000 rpm bei −4 °C zentrifugiert (Zentrifuge 5702R, Eppendorf, Österreich). Der Überstand wurde dekantiert mit einer folgenden Pellet-Trocknung bei Raumtemperatur über mindestens 2 Stunden, beziehungsweise über Nacht durchgeführt. Am nächsten Tag erfolgte die Pellet-Resuspension in 200 μl SDS Ladepuffer (4,2 ml Wasser; 1,0 ml 0,5 M Tris-HCl, pH 6,8; 800 μl Glycerin; 1,6 ml 10 % (w/v) SDS; 400 μl 2-Mercaptoethanol; 20 μl 10 % (w/v) Bromphenolblau). Die fertiggestellten Proben wurden sofort für die Elektrophorese verwendet oder einige Tage bei −18 °C aufbewahrt. Vor der Durchführung der Elektrophorese wurden die Proben denaturiert, dabei wurden die Proben 5 min bei 95 °C erhitzt und anschließend bei 10000 rpm 5 min zentrifugiert. Die elektrophoretische Trennung erfolgte mittels einer SDS-Polyacrylamidgelelektrophorese (PAGE), wobei Tris-HCl-Fertiggele (Mini-Protean®TGX Gels, Fa. BIO-RAD, Nr.: 456-1043) und ein Marker (Marker Precision Plus Protein™ Standard, Fa. Bio-Rad Nr. 161-0363) verwendet wurden. Die Trennung wurde mit einem System der Firma Bio-Rad (Mini Protean® Tetra Cell) mit dazugehöriger Steuereinheit (PowerPac HCTM, Bio-Rad) bei einer Stromstärke von 100 Volt durchgeführt. Zur Proteintrennung wurde ein Puffer aus 1 g Tris, 72 g Glycin und 5 g SDS in 5 l Wasser verwendet. Anschließend wurden die Gele einer Coomassie-Färbung (SERVA HPETM Coomassie®Staining, Art. Nr.: 43396, SERVA Elektrophoresis GmbH, Deutschland) unterzogen. Die Dokumentation erfolgte mittels Fotografie einer Leuchtplatte (Kaiser simlite plano, Fa. Kaiser Fototechnik GmbH & Co KG, Deutschland).

Statistik und Berechnungen

Die Berechnungen und Darstellungen wurden alle mit Microsoft Excel 2016 (Microsoft Corporation, Redmond, USA) erstellt.

Ergebnisse und Diskussion
Gärung

Abbildung 3 zeigt, dass die Tankprobe TE2 die schnellste Gärfähigkeit aufweist. Eine schnellere Gärung wurde durch die Größe des Gebindes von 200 l sowie die Zugabe aller Enzyme und Nährstoffe veranlasst. Im Vergleich dazu waren die Proben in den kleinen Glasballons langsamer. Prinzipiell zeigten die erhitzten Proben eine schnellere Gärung im Gegensatz zu den unerhitzten Proben ohne Enzymzugabe in kleineren Gefäßen, die am langsamsten durchgegoren worden sind. Die Aufspaltung der Proteine durch die Enzyme (Berg et al., 2003) erleichterte der Hefe die Aufnahme von Nährstoffen (Dittrich und Grossmann, 2005) und unterstützt damit eine zügige Durchgärung. Durch die Erhitzung der Proben kam es zu einem Ausfall von Proteinen (Berg et al., 2003) sowie zu einer Abtötung von unerwünschten Mikroorganismen (Fuchs et al., 1992). In weiterer Folge kam es dadurch zu einer klaren Fruchtausbildung im Wein. Alle erhitzen Weine wurden von der Mehrheit der Verkoster als besser bezeichnet und konnten eindeutig geschmacklich unterschieden werden.

Abbildung 3

Abbildung der Gärkurve bei 20 °C, erstellt anhand von FTIR-Daten mittels des Oenofoss™-Messgerätes

1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederho-lung, T = Tank

Figure 3. Figure of the fermentation curve generated at 20 °C on the basis of FTIR data using an Oenofoss™ measurement instrument (Foss GmbH, Vienna), unit: sugar g/l

1. Yeast + Nutrients + Vitamin B, 2. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme CMAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank

Die unvollständige Gärung bei den Proben 1U (A–C) (Tabelle 1) mit verbleibendem Restzucker führte zu einem reduzierten Alkoholgehalt im Vergleich zu den anderen Proben 0,2 ≤ 0,6 vol.-%. Diese nicht erhitzten Proben im Kleinballon wiesen mit Werten von 0,4 g/l die höchsten flüchtigen Säurewerte auf. Darüber hinaus war auch ein erhöhter Gesamtzucker sowie Fructose noch im Wein vermehrt messbar. Andererseits konnte bei den anderen Proben nur sehr wenig bis keine Fructose gemessen werden. Die Glucosewerte waren bei allen Weinen nicht nachweisbar und die titrierbaren Säuren waren abgesehen von der Probe 2UA, ein Ausreißer, bei den erhitzten Proben höher (Tabelle 1). Der pH-Wert war bei allen Proben 3,45 ± 0,04 sehr ähnlich, während die Weinsäure von 3,4 bis 4,2 g/l schwankte. Sie war bei den erhitzten Proben erhöht und bestätigte, dass die Wirkung auf die Weinsäureausfällung sehr stark von der Temperatureinwirkung abhängt (Li et al., 2019). Im Verhältnis zur Weinsäure zeigten die anderen Säuren wie Apfel-, Zitronen- und Milchsäure geringe Schwankungen.

FTIR-Rohdaten Messung erfolgte am Abschluss der Gärung

1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe+ Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = Tank

Table 1. FTIR Raw data measurement confirmed at the end of fermentation

1. Yeast + Nutrients + Vitamin B, 2. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. east + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank

Probe relative Dichte Akohol in % Glucose g/l Fructose g/l Gesamtzucker g/l titrierbare Säuren pH-Wert Weinsäure g/l Apfelsäure g/l Milchsäure g/l flüchtige Säuren g/l Zitronensäure g/l
1UA 0,9958 13,4 0 10,3 10,3 6,5 3,45 3,7 1,8 0,3 0,4 0,2
1UB 0,9935 13,7 0 5,7 5,7 6,5 3,43 3,6 1,9 0,3 0,4 0,1
1UC 0,9923 13,8 0 3,3 3,3 6,5 3,41 3,6 1,9 0,3 0,4 0,1
2UA 0,991 14 0 1,1 0 7,4 3,44 3,5 1,8 0,3 0,3 0,1
2UB 0,9911 14 0 <1,1 <1,7 6,3 3,46 3,4 1,8 0,3 0,3 0,1
2UC 0,991 14,1 0 <1,1 <1,7 6,4 3,44 3,4 1,8 0,3 0,3 0
3UA 0,9914 13,9 0 1,1 <1,7 6,4 3,43 3,5 1,8 0,2 0,3 0
3UB 0,9913 13,9 0 1,2 <1,7 6,4 3,43 3,5 1,8 0,2 0,3 0
3UC 0,9912 14 0 <1,2 <1,7 6,4 3,43 3,4 1,9 0,2 0,3 0
4UA 0,9913 14 0 1,1 <1,7 6,4 3,44 3,5 1,8 0,3 0,3 0
4UB 0,9911 14 0 1,1 <1,7 6,4 3,42 3,5 1,8 0,3 0,3 0,1
4UC 0,9911 14 0 <1,1 <1,7 6,4 3,44 3,5 1,8 0,3 0,3 0,1
1EA 0,9909 13,9 0 0 0 6,7 3,39 3,9 1,9 0,2 0,2 0
1EB 0,9913 14 0 0 0 6,9 3,43 4,3 1,9 0,2 0,3 0
1EC 0,9916 13,9 0 0 0 6,8 3,45 4,2 2 0,3 0,2 0
2EA 0,9915 14 0 <1,1 0 6,8 3,46 4 1,9 1,4 0,2 0,1
2EB 0,9915 14 0 <1,1 0 6,8 3,45 4 1,9 0,5 0,2 0,1
2EC 0,9917 14 0 <1,1 <1,7 7 3,45 4,1 1,9 0,5 0,2 0,1
3EA 0,9915 14 0 0 0 6,7 3,48 3,9 2 0,4 0,2 0
3EB 0,9914 14 0 0 0 6,7 3,47 3,9 2 0,4 0,2 0
3EC 0,9914 14 0 0 0 6,7 3,44 4 1,9 0,3 0,1 0
4EA 0,9915 13,8 0 <1,1 1,3 7,1 3,4 4,1 1,6 0,4 0,2 0,1
4EB 0,9915 14 0 <1,1 0 6,8 3,46 4,1 1,9 0,5 0,2 0,1
4EC 0,9914 14 0 <1,1 0 6,7 3,46 3,9 1,9 0,5 0,2 0,1
TU1 0,9915 13,9 0 1,4 <1,7 6,7 3,4 3,6 2 0,3 0,3 0
TU2 0,9912 14 0 0 0 6,5 3,43 3,5 1,9 0,3 0,3 0,1
TE2 0,9915 13,9 0 0 0 6,9 3,45 3,8 2 0,5 0,2 0,1
Verblockungswerte

Die größten Verblockungswerte (Abbildung 4) zeigten die Proben (TU1, 1E, 1U) ohne Enzymzugabe, gefolgt von den Proben mit alleiniger Proteasezugabe (3E und 3U). Diese Proben wiesen zusätzlich Unterschiede zwischen erhitzten und nicht erhitzten Proben auf, wobei die Erhitzten deutlich schlechtere Werte lieferten. Eine gute Filtrierbarkeit mit geringem Verblockungsindex resultierte aus der Zugabe von Pectinase- und Glucanasezugaben in die Probe (4E und 4U), wobei festgestellt wurde, dass sich die Erhitzung mit dieser Enzymzugabe negativ auf den Verblockungsindex auswirkte. Den kleinsten Verblockungsindex (Abbildung 4) zeigten die Proben (TE2, TU2, 2E, 2U) mit allen Enzymzugaben, was in diesem Fall beweist, dass einerseits die Erhitzung des Mostes bei Zugabe aller Enzyme keine Rolle spielt und andererseits eine Verbesserung in der Filtrationsleistung erreicht wird.

Abbildung 4

Abbildung der Mittelwert- und Wertdarstellung des Verblockungswertes (PI-Wert). Er wurde in der Zeitdifferenz in Sekunden angegeben.

1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U… unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = Tank

Figure 4. Illustration of the mean and value representation of the blocking value (PI value). It was given in the time difference in seconds.

1. Yeast + Nutrients +Vitamin B, 2. Yeast + Nutrients+ Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank

Filtrierbarkeit

Die Filtrierbarkeit der Proben durch den Einfluss von Wärme und Enzymzugabe ist in Abbildung 5 dargestellt. Eine Enzymzugabe erhöht die Filtrierbarkeit, wohingegen die Erhitzung der Probe die Filtrierbarkeit wiederum wie in Probe 1U (89 ml/min) und 1E (29 ml/min) ohne Enzymzugabe durch die Erhitzung senkt. Die beste Filtrierbarkeit zeigte die Probe 4E (665 ml/min), die sowohl erhitzt wie auch mit dem Enzym Lallzyme P2 sowie mit Pectinasen versetzt wurde, gefolgt von der Probe 2E, wo eine Erhitzung sowie eine Zugabe aller Enzyme erfolgt war. Im Tank kam es im Vergleich zwischen „unerhitzt“ (TU2, 456 ml/min) und „erhitzt“ (TE2, 523 ml/min) zu dem Ergebnis, dass Enzymzugaben sehr wichtig für erhitzte Weinproben sind und die Filtrierbarkeit durch die Enzyme stark erhöht wird. Zusätzlich haben Proteasen den Vorteil, dass diese leicht herausgefiltert werden können (de Souza et al., 2015).

Abbildung 5

Mittelwertdarstellung der maximalen Filtrierbarkeit

1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = Tank

Figure 5. Mean value representation of the maximum filtration capacity (Indication in ml/min).

1. Yeast + Nutrients + Vitamin B, 2. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank.

Nephelometrische Trübungsmessung

Bei der Trübungsmessung (Abbildung 6) wies die Probe 1E mit 31,9 NTU die stärkste Trübung auf. Es gab hier keine Zugabe von Enzymen und durch die Erhitzung auf 75 °C wurden die meisten Enzyme wie auch Mikroorganismen (Fuchs et al., 1992) inaktiviert. Die die geringsten Trübungen (1,3–1,7 NTU) zeigten die Enzymzugaben nach Variante 2 und 4 sowohl erhitzt wie unerhitzt. In der Variante 3 – nur mit einer Protease behandelt – kam es zu leichten Trübungen und Werten von 3,5–9,5 NTU. Durch die Zugabe von Enzymen konnte gezeigt werden, dass der NTU-Wert und die damit verbundene Trübung massiv im Wein gesenkt werden konnten.

Abbildung 6

Mittelwerte der Trübungsmessung

1. Hefe + Nährstoffe +Vitamin B, 2. Hefe+ Nährstoffe+ Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe+ Nährstoffe+ Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe+ Nährstoffe+ Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = Tank

Figure 6. Mean values of the turbidity measurement (Indication of the unit in NTU)

1. Yeast + Nutrients +Vitamin B, 2. Yeast+ Nutrients+ Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast+ Nutrients+ Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast+ Nutrients+ Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank

Bentotestergebnisse

Zur Ermittlung der erforderlichen Bentonitmenge wurden Wärmetests durchgeführt. Die erhitzten Proben zeigten einen negativen Wärmetest bei den Kleinversuchen, wohingegen beim 200-l-Tank ein Bedarf (Tabelle 2) von 50 g/hl festgestellt wurde und der Bentotest bei 100 g/hl oder 150 g/hl lag. In Bezug auf die erhitzten Proben zeigten alle unerhitzten einen positiven Wärmetest und einen Bedarf von 150 oder 200 g/hl Bentonit. Hierbei ist ersichtlich, dass durch eine Erhitzung Bentonit eingespart werden kann. Die Zugabe von Enzymen führte zu keiner verbesserten Stabilität und verringertem Bentonitbedarf im Versuchswein im Gegensatz zu der Studie Fischerleitner et al. (2003), in der die Reduzierung des Bentonitbedarfes durch die Protease (Papain) bestätigt wurde.

Darstellung der Rohdaten des Bentotests und Wärmetests

1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = Tank

Table 2. Representation of the raw data of the Bentotest and the heat test

1. Yeast + Nutrients + Vitamin B, 2. Yeast+ Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrient s + Vitamins B + Lallzyme CMAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank

Probe Wärmetest Bentotest Probe Wärmetest Bentotest
1EA 0 150 1UA 150 200
1EB 0 100 1UB 200 200
1EC 0 100 1UC 150 200
2EA 0 150 2UA 150 150
2EB 0 100 2UB 150 150
2EC 0 100 2UC 150 200
3EA 0 150 3UA 150 150
3EB 0 100 3UB 150 150
3EC 0 150 3UC 100 200
4EA 100 100 4UA 150 150
4EB 0 100 4UB 150 150
4EC 0 100 4UC 150 200
TE2 50 150 TU1 100 150
TU2 100 200
Sensorischen Verkostung

Darüber hinaus war es auch sehr wichtig festzustellen, ob und inwieweit sich die Proben hinsichtlich der Sensorik voreinander unterscheiden. Daher wurde eine Verkostung mittels eines Rangordnungstestes mit deskriptiver Beschreibung mit Hilfe von sechs Verkostern durchgeführt. Die erhitzten Weine unterschieden sich sensorisch markant von den unerhitzten Proben und es konnten alle vier Serien von allen Verkostern eindeutig zu geordnet werden. Die Rangsumme der erhitzen Proben lag bei 28 im Vergleich zu den unerhitzten bei 44. Ein einziger Koster präferierte die unerhitzten Proben, wohingegen die restlichen fünf Verkoster die erhitzten bevorzugten. Die Enzymvarianten zeigten geschmacklich keinen großen Unterschied im Vergleich zu den Weinen ohne Enzymeinsatz, was auch in der Studie von Marangon et al. (2012) beschrieben wurde. In der Studie von Fischerleitner et al. (2003) konnte die Geschmacksneutralität des Enzyms nicht bestätigt werden, es kam durch das Enzym Papain zu einer negativen Beeinflussung des Geschmackes.

Darstellung der Proteinbanden auf den SDS-Gelen

Weitere wenige Unterschiede zwischen Proben mit und ohne Enzymbehandlung zeigten die Ergebnisse der SDS-PAGE-Gelanalyse (Abbildungen 710), die durchgeführt wurde, um zu untersuchen, welche Auswirkungen die Wärmebehandlung auf die Proteine im Wein hatte, sowie die Wirkung von Protease auf diese zu bestimmen. Beim Vergleich der Intensitäten der Banden im Bereich von 20 und 25 kDa (TLPs und Chitinasen) zeigte sich, dass die Proteinabnahme im Verlauf der Fermentation deutlich sichtbar wurde. Die Bandenintensität stellt die Reaktion der Moste bzw. Weine auf die Proteasen dar und hängt stark von der Sorte ab (Marangon et al., 2012). Ein ähnliches Phänomen konnte in der Studie von Marangon (2012) festgestellt werden, wobei die Abbildung im SDS-Gel nicht so viel widerspiegelte wie die absoluten Proteinmessungen. Obwohl die Proteingehalte stark reduziert waren, blieb der Bedarf an Bentonit (Tabelle 2) bestehen. Dies konnte auch in unserer Studie bestätigt werden sowie die Wirkung der Erhitzung der Moste. Die Kurzzeiterhitzung beeinflusste die Proteine und führte zu ihrem starken Ausfall, was teilweise in der Darstellung von den SDS-Gelen (Abbildungen 69) zu sehen war. Die erhitzten Varianten zeigten auch in anderen Tests die besseren Ergebnisse, insbesondere bei der sensorischen Bewertung der Weine, wo sie als sichtbar besser bewertet wurden.

Abbildung 7

Darstellung des Gels 1: Tag 1 (Abbildung oben) und Tag 14 (Abbildung unten)

Marker Precision Plus ProteinTm Standard, Bio-Rad Nr. 161-0363 (10, 15, 20, 25, 37, 50, 75, 100, 150, 250kD)

Figure 7. Illustration of gel 1: day 1 (figure above) and day 14 (figure below)

Abbildung 8

Darstellung des Gels 2: Tag 1 (Abbildung oben) und Tag 14 (Abbildung unten)

Figure 8. Illustration of gel 2: day 1 (figure above) and day 14 (figure below)

Abbildung 9

Darstellung des Gels 3: Tag 1 (Abbildung oben) und Tag 14 (Abbildung unten)

Figure 9. Illustration of gel 3: day 1 (figure above) and day 14 (figure below)

Abbildung 10

Darstellung des Gels 4: Tag 1 (Abbildung oben) und Tag 14 (Abbildung unten)

Figure 10. Illustration of gel 4: day 1 (figure above) and day 14 (figure below)

Schlussfolgerung

Im Versuch mit dem Enzymeinsatz „Lallzyme P1“ und „Lallzyme P2“ wurde das erste Mal an der Sorte „Grüner Veltliner“ die Reduktion der Proteine erprobt. Die Ergebnisse zeigten, dass es große Unterschiede in der Filtrationsleistung gab. Der große Vorteil im Einsatz dieses Produktes liegt in der erhöhten Filtrationsleistung und damit verbundenen Kostenersparnis an Filtermaterialien. Ein anderer Vorteil des Einsatzes von Proteasen, der bis jetzt noch nicht beschrieben wurde, liegt literarisch bekannt in der Reduzierung allergener Komponenten (Tavano, 2013). Weiters ist zu erwähnen, dass es zu einer beschleunigten Vergärung des Produktes kam und dieser Aspekt könnte zu einer besseren Auslastung der Gärgebinde während der Erntezeit führen. Geschmacklich waren die Enzyme neutral, jedoch die erhoffte Reduktion des Bentonitbedarfes durch die Protease Aspergillopepsin konnte nicht bestätigt werden. Verkürzte Gärdauer, weniger Bentonitbedarf und verbesserte Sensorik zeigte sich bei diesem Versuch als Nebeneffekt der Erhitzung. Bei der Verkostung gelang es jedem Verkoster die erhitzten von den unerhitzten Proben eindeutig zu unterscheiden. Der Einsatz der Protease hat sich als vorteilhaft erwiesen und weitere Versuche über den optimalen Enzymeinsatz werden noch folgen.

Abbildung 1

Darstellung des VersuchsansatzesFigure 1. Representation of the experimental approach
Darstellung des VersuchsansatzesFigure 1. Representation of the experimental approach

Abbildung 2

Verwendete Filtrierhalterung für die Bestimmung des Verblockungsindexes und der maximalen FiltrierleistungFigure 2. Filter holder used to determine the plugging index and the maximum filtering capacity
Verwendete Filtrierhalterung für die Bestimmung des Verblockungsindexes und der maximalen FiltrierleistungFigure 2. Filter holder used to determine the plugging index and the maximum filtering capacity

Abbildung 3

Abbildung der Gärkurve bei 20 °C, erstellt anhand von FTIR-Daten mittels des Oenofoss™-Messgerätes1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederho-lung, T = TankFigure 3. Figure of the fermentation curve generated at 20 °C on the basis of FTIR data using an Oenofoss™ measurement instrument (Foss GmbH, Vienna), unit: sugar g/l1. Yeast + Nutrients + Vitamin B, 2. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme CMAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank
Abbildung der Gärkurve bei 20 °C, erstellt anhand von FTIR-Daten mittels des Oenofoss™-Messgerätes1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederho-lung, T = TankFigure 3. Figure of the fermentation curve generated at 20 °C on the basis of FTIR data using an Oenofoss™ measurement instrument (Foss GmbH, Vienna), unit: sugar g/l1. Yeast + Nutrients + Vitamin B, 2. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme CMAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank

Abbildung 4

Abbildung der Mittelwert- und Wertdarstellung des Verblockungswertes (PI-Wert). Er wurde in der Zeitdifferenz in Sekunden angegeben.1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U… unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = TankFigure 4. Illustration of the mean and value representation of the blocking value (PI value). It was given in the time difference in seconds.1. Yeast + Nutrients +Vitamin B, 2. Yeast + Nutrients+ Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank
Abbildung der Mittelwert- und Wertdarstellung des Verblockungswertes (PI-Wert). Er wurde in der Zeitdifferenz in Sekunden angegeben.1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U… unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = TankFigure 4. Illustration of the mean and value representation of the blocking value (PI value). It was given in the time difference in seconds.1. Yeast + Nutrients +Vitamin B, 2. Yeast + Nutrients+ Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank

Abbildung 5

Mittelwertdarstellung der maximalen Filtrierbarkeit1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = TankFigure 5. Mean value representation of the maximum filtration capacity (Indication in ml/min).1. Yeast + Nutrients + Vitamin B, 2. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank.
Mittelwertdarstellung der maximalen Filtrierbarkeit1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = TankFigure 5. Mean value representation of the maximum filtration capacity (Indication in ml/min).1. Yeast + Nutrients + Vitamin B, 2. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank.

Abbildung 6

Mittelwerte der Trübungsmessung1. Hefe + Nährstoffe +Vitamin B, 2. Hefe+ Nährstoffe+ Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe+ Nährstoffe+ Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe+ Nährstoffe+ Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = TankFigure 6. Mean values of the turbidity measurement (Indication of the unit in NTU)1. Yeast + Nutrients +Vitamin B, 2. Yeast+ Nutrients+ Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast+ Nutrients+ Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast+ Nutrients+ Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank
Mittelwerte der Trübungsmessung1. Hefe + Nährstoffe +Vitamin B, 2. Hefe+ Nährstoffe+ Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe+ Nährstoffe+ Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe+ Nährstoffe+ Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = TankFigure 6. Mean values of the turbidity measurement (Indication of the unit in NTU)1. Yeast + Nutrients +Vitamin B, 2. Yeast+ Nutrients+ Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast+ Nutrients+ Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast+ Nutrients+ Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank

Abbildung 7

Darstellung des Gels 1: Tag 1 (Abbildung oben) und Tag 14 (Abbildung unten)Marker Precision Plus ProteinTm Standard, Bio-Rad Nr. 161-0363 (10, 15, 20, 25, 37, 50, 75, 100, 150, 250kD)Figure 7. Illustration of gel 1: day 1 (figure above) and day 14 (figure below)
Darstellung des Gels 1: Tag 1 (Abbildung oben) und Tag 14 (Abbildung unten)Marker Precision Plus ProteinTm Standard, Bio-Rad Nr. 161-0363 (10, 15, 20, 25, 37, 50, 75, 100, 150, 250kD)Figure 7. Illustration of gel 1: day 1 (figure above) and day 14 (figure below)

Abbildung 8

Darstellung des Gels 2: Tag 1 (Abbildung oben) und Tag 14 (Abbildung unten)Figure 8. Illustration of gel 2: day 1 (figure above) and day 14 (figure below)
Darstellung des Gels 2: Tag 1 (Abbildung oben) und Tag 14 (Abbildung unten)Figure 8. Illustration of gel 2: day 1 (figure above) and day 14 (figure below)

Abbildung 9

Darstellung des Gels 3: Tag 1 (Abbildung oben) und Tag 14 (Abbildung unten)Figure 9. Illustration of gel 3: day 1 (figure above) and day 14 (figure below)
Darstellung des Gels 3: Tag 1 (Abbildung oben) und Tag 14 (Abbildung unten)Figure 9. Illustration of gel 3: day 1 (figure above) and day 14 (figure below)

Abbildung 10

Darstellung des Gels 4: Tag 1 (Abbildung oben) und Tag 14 (Abbildung unten)Figure 10. Illustration of gel 4: day 1 (figure above) and day 14 (figure below)
Darstellung des Gels 4: Tag 1 (Abbildung oben) und Tag 14 (Abbildung unten)Figure 10. Illustration of gel 4: day 1 (figure above) and day 14 (figure below)

Darstellung der Rohdaten des Bentotests und Wärmetests1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = TankTable 2. Representation of the raw data of the Bentotest and the heat test1. Yeast + Nutrients + Vitamin B, 2. Yeast+ Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrient s + Vitamins B + Lallzyme CMAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank

Probe Wärmetest Bentotest Probe Wärmetest Bentotest
1EA 0 150 1UA 150 200
1EB 0 100 1UB 200 200
1EC 0 100 1UC 150 200
2EA 0 150 2UA 150 150
2EB 0 100 2UB 150 150
2EC 0 100 2UC 150 200
3EA 0 150 3UA 150 150
3EB 0 100 3UB 150 150
3EC 0 150 3UC 100 200
4EA 100 100 4UA 150 150
4EB 0 100 4UB 150 150
4EC 0 100 4UC 150 200
TE2 50 150 TU1 100 150
TU2 100 200

FTIR-Rohdaten Messung erfolgte am Abschluss der Gärung1. Hefe + Nährstoffe + Vitamin B, 2. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. Hefe + Nährstoffe + Vitamine B + Lallzyme P2, 4. Hefe + Nährstoffe+ Vitamine B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unerhitzt, E = erhitzt, A, B, C = Wiederholung, T = TankTable 1. FTIR Raw data measurement confirmed at the end of fermentation1. Yeast + Nutrients + Vitamin B, 2. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1 + Lallzmye P2, 3. east + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme P2, 4. Yeast + Nutrients + Vitamins B + Lallzyme C-MAX™ + Lallzyme P1, U = unheated, E = heated, A, B, C = repeat, T = tank

Probe relative Dichte Akohol in % Glucose g/l Fructose g/l Gesamtzucker g/l titrierbare Säuren pH-Wert Weinsäure g/l Apfelsäure g/l Milchsäure g/l flüchtige Säuren g/l Zitronensäure g/l
1UA 0,9958 13,4 0 10,3 10,3 6,5 3,45 3,7 1,8 0,3 0,4 0,2
1UB 0,9935 13,7 0 5,7 5,7 6,5 3,43 3,6 1,9 0,3 0,4 0,1
1UC 0,9923 13,8 0 3,3 3,3 6,5 3,41 3,6 1,9 0,3 0,4 0,1
2UA 0,991 14 0 1,1 0 7,4 3,44 3,5 1,8 0,3 0,3 0,1
2UB 0,9911 14 0 <1,1 <1,7 6,3 3,46 3,4 1,8 0,3 0,3 0,1
2UC 0,991 14,1 0 <1,1 <1,7 6,4 3,44 3,4 1,8 0,3 0,3 0
3UA 0,9914 13,9 0 1,1 <1,7 6,4 3,43 3,5 1,8 0,2 0,3 0
3UB 0,9913 13,9 0 1,2 <1,7 6,4 3,43 3,5 1,8 0,2 0,3 0
3UC 0,9912 14 0 <1,2 <1,7 6,4 3,43 3,4 1,9 0,2 0,3 0
4UA 0,9913 14 0 1,1 <1,7 6,4 3,44 3,5 1,8 0,3 0,3 0
4UB 0,9911 14 0 1,1 <1,7 6,4 3,42 3,5 1,8 0,3 0,3 0,1
4UC 0,9911 14 0 <1,1 <1,7 6,4 3,44 3,5 1,8 0,3 0,3 0,1
1EA 0,9909 13,9 0 0 0 6,7 3,39 3,9 1,9 0,2 0,2 0
1EB 0,9913 14 0 0 0 6,9 3,43 4,3 1,9 0,2 0,3 0
1EC 0,9916 13,9 0 0 0 6,8 3,45 4,2 2 0,3 0,2 0
2EA 0,9915 14 0 <1,1 0 6,8 3,46 4 1,9 1,4 0,2 0,1
2EB 0,9915 14 0 <1,1 0 6,8 3,45 4 1,9 0,5 0,2 0,1
2EC 0,9917 14 0 <1,1 <1,7 7 3,45 4,1 1,9 0,5 0,2 0,1
3EA 0,9915 14 0 0 0 6,7 3,48 3,9 2 0,4 0,2 0
3EB 0,9914 14 0 0 0 6,7 3,47 3,9 2 0,4 0,2 0
3EC 0,9914 14 0 0 0 6,7 3,44 4 1,9 0,3 0,1 0
4EA 0,9915 13,8 0 <1,1 1,3 7,1 3,4 4,1 1,6 0,4 0,2 0,1
4EB 0,9915 14 0 <1,1 0 6,8 3,46 4,1 1,9 0,5 0,2 0,1
4EC 0,9914 14 0 <1,1 0 6,7 3,46 3,9 1,9 0,5 0,2 0,1
TU1 0,9915 13,9 0 1,4 <1,7 6,7 3,4 3,6 2 0,3 0,3 0
TU2 0,9912 14 0 0 0 6,5 3,43 3,5 1,9 0,3 0,3 0,1
TE2 0,9915 13,9 0 0 0 6,9 3,45 3,8 2 0,5 0,2 0,1

Bayly, F. C. und H. Berg (1967): Grape and wine protein of white wine varietals. American Journal of Enology and Viticulture 18 (1), 18–32. BaylyF. C. BergH. 1967 Grape and wine protein of white wine varietals American Journal of Enology and Viticulture 18 1 18 32 Search in Google Scholar

Berg, J. M., Tymoczko, J. L. und L. Stryer (2003): Biochemie. 5. Aufl., Spektrum akademischer Verlag, Heidelberg, Berlin. BergJ. M. TymoczkoJ. L. StryerL. 2003 Biochemie 5. Aufl. Spektrum akademischer Verlag Heidelberg, Berlin Search in Google Scholar

Dittrich, H. H. und M. Grossmann (2005): Mikrobiologie des Weines. 3. Aufl., Eugen Ulmer, Stuttgart. DittrichH. H. GrossmannM. 2005 Mikrobiologie des Weines 3. Aufl. Eugen Ulmer Stuttgart Search in Google Scholar

Ferreira, R. B., Picarra-Perreira, M. A., Monteiro, S., Loureiro V. B. und A. R. Teixeira (2002): The wine proteins. Trends Food Science and Technology 12, 230–239. FerreiraR. B. Picarra-PerreiraM. A. MonteiroS. LoureiroV. B. TeixeiraA. R. 2002 The wine proteins Trends Food Science and Technology 12 230 239 10.1016/S0924-2244(01)00080-2 Search in Google Scholar

Fischerleitner E., Freytag F. und R. Eder (2003): Auswirkungen des Einsatzes einer sauren Protease auf Proteinmuster und Eiweißstabilität von Weißwein. Mitteilungen Klosterneuburg 53, 147–152. FischerleitnerE. FreytagF. EderR. 2003 Auswirkungen des Einsatzes einer sauren Protease auf Proteinmuster und Eiweißstabilität von Weißwein Mitteilungen Klosterneuburg 53 147 152 Search in Google Scholar

Fuchs, G. und H. Schlegel (1992): Allgemeine Mikrobiologie. 8. Auflage, Georg Thieme Verlag, Stuttgart. FuchsG. SchlegelH. 1992 Allgemeine Mikrobiologie 8. Auflage Georg Thieme Verlag Stuttgart Search in Google Scholar

Girbau, T., Stummer, B. E., Pocock, K. F., Baldock, G. A., Scott, E. S. und E. J. Waters (2004): The effect of Uncinula necator (powdrey mildew) and Botrytis cinerea infection of grapes on the levels of haze-forming pathogenesis-related proteins in grape juice and wine. Australian Journal of Grape and Wine Research 10, 125–133. GirbauT. StummerB. E. PocockK. F. BaldockG. A. ScottE. S. WatersE. J. 2004 The effect of Uncinula necator (powdrey mildew) and Botrytis cinerea infection of grapes on the levels of haze-forming pathogenesis-related proteins in grape juice and wine Australian Journal of Grape and Wine Research 10 125 133 10.1111/j.1755-0238.2004.tb00015.x Search in Google Scholar

Hayasaka, Y., Adams, K. S., Pocock, K. F., Baldock, G. A., Waters, E. J. und P. B. Hoj (2001): Use of electrospray mass spectrometry for mass determination of grape (Vitis vinifera) juice pathogenesis related proteins: potential tool for varietal differentiation Journal of Agricultural and Food Chemistry 49, 1830–1839. HayasakaY. AdamsK. S. PocockK. F. BaldockG. A. WatersE. J. HojP. B. 2001 Use of electrospray mass spectrometry for mass determination of grape (Vitis vinifera) juice pathogenesis related proteins: potential tool for varietal differentiation Journal of Agricultural and Food Chemistry 49 1830 1839 10.1021/jf001163+11308333 Search in Google Scholar

Hsu, J. C. und D. A. Heatherbell (1987): Isolation and characterization of soluble proteins in grapes, grape juice and wine. American Journal of Enology and Viticulture 38 (1), 17–22. HsuJ. C. HeatherbellD. A. 1987 Isolation and characterization of soluble proteins in grapes, grape juice and wine American Journal of Enology and Viticulture 38 1 17 22 Search in Google Scholar

Kanost, M. R. und T. E. Clarke (2005): Proteases. In: Gilbert, L. I., Iatrou, K. und S. S. Gill (Eds.): Comprehensive Molecular Insect Science. Vol. 4. Oxford, Elsevier, pp. 247–265. KanostM. R. ClarkeT. E. 2005 Proteases In: GilbertL. I. IatrouK. GillS. S. (Eds.): Comprehensive Molecular Insect Science 4 Oxford Elsevier 247 265 10.1016/B0-44-451924-6/00057-0 Search in Google Scholar

Li, N., Wei, Y., Li, X., Wang, J., Zhou, J. und J. Wang (2019): Optimization of deacidification for concentrated grape juice. Food Science & Nutrition 7, 2050–2058. LiN. WeiY. LiX. WangJ. ZhouJ. WangJ. 2019 Optimization of deacidification for concentrated grape juice Food Science & Nutrition 7 2050 2058 10.1002/fsn3.1037659338431289653 Search in Google Scholar

Marangon, M., Van Sluyter, S. C., Robinson, E. M. C., Muhlack, R. A., Holt, H. E., Haynes, P. A., Godden, P. W., Smith, P. A. und E. J. Waters (2012): Degradation of white wine haze proteins by Aspergillopepsin I and II during juice flash pasteurization. Food Chemistry 135, 1157–1165. MarangonM. Van SluyterS. C. RobinsonE. M. C. MuhlackR. A. HoltH. E. HaynesP. A. GoddenP. W. SmithP. A. WatersE. J. 2012 Degradation of white wine haze proteins by Aspergillopepsin I and II during juice flash pasteurization Food Chemistry 135 1157 1165 10.1016/j.foodchem.2012.05.04222953838 Search in Google Scholar

Monteiro, S., Picarra-Pereira, M. A., Teixeira, A. R., Loureiro, V. B. und R. B. Ferreira (2003): Environmental conditions during vegetative growth determine the major proteins that accumulate in mature grapes. Journal of Agricultural and Food Chemistry 51, 4046–4053. MonteiroS. Picarra-PereiraM. A. TeixeiraA. R. LoureiroV. B. FerreiraR. B. 2003 Environmental conditions during vegetative growth determine the major proteins that accumulate in mature grapes Journal of Agricultural and Food Chemistry 51 4046 4053 10.1021/jf020456v12822945 Search in Google Scholar

Moretti, R. H. und H. W. Berg (1965): Variability among wines to protein clouding. American Journal of Enology and Viticulture 16, 69–78. MorettiR. H. BergH. W. 1965 Variability among wines to protein clouding American Journal of Enology and Viticulture 16 69 78 Search in Google Scholar

Pocock K. F., Hayasaka Y., Peng, Z., William, P. J. und E. J. Waters (1998): The effect of mechanical harvesting and long-distance transport on the concentration of haze-forming proteins in grape juice Australian Journal of Grape and Wine Research 4, 23–29. PocockK. F. HayasakaY. PengZ. WilliamP. J. WatersE. J. 1998 The effect of mechanical harvesting and long-distance transport on the concentration of haze-forming proteins in grape juice Australian Journal of Grape and Wine Research 4 23 29 10.1111/j.1755-0238.1998.tb00131.x Search in Google Scholar

Radlinger, G. (2003): Stabilisierung von Wein mit Proteasen. Diplomarbeit, Universität für Bodenkultur Wien. RadlingerG. 2003 Stabilisierung von Wein mit Proteasen Diplomarbeit, Universität für Bodenkultur Wien Search in Google Scholar

Schillinger, H. und W. Steindl-Kratochvil W. (2003): Filtrierbarkeitstests: Maximales Volumen und Plugging Index. Der Winzer 4/2003, 26–29. SchillingerH. Steindl-Kratochvil W.W. 2003 Filtrierbarkeitstests: Maximales Volumen und Plugging Index Der Winzer 4/2003, 26 29 Search in Google Scholar

Tabilo-Munizaga, G., Gordon, T. A., Villalobos-Carvajal, R., Moreno-Osorio, L., Salazar, F. N., Pérez-Won, M. und S. Acuna (2014): Effects of high hydrostatic pressure (HHP) on the protein structure and thermal stability of Sauvignon blanc wine. Food Chemistry 155, 214–220. Tabilo-MunizagaG. GordonT. A. Villalobos-CarvajalR. Moreno-OsorioL. SalazarF. N. Pérez-WonM. AcunaS. 2014 Effects of high hydrostatic pressure (HHP) on the protein structure and thermal stability of Sauvignon blanc wine Food Chemistry 155 214 220 10.1016/j.foodchem.2014.01.05124594177 Search in Google Scholar

Tavano, O. L. (2013): Protein Hydrolysis Using Proteases: An Important Tool for Food Biotechnology. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic 90, 1–11. TavanoO. L. 2013 Protein Hydrolysis Using Proteases: An Important Tool for Food Biotechnology Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic 90 1 11 10.1016/j.molcatb.2013.01.011 Search in Google Scholar

Tian, B., Harrison, R., Morton, J. und S. Deb-Choudhury (2015): Proteomic Analysis of Sauvignon Blanc Grape Skin, Pulp and Seed and Relative Quantification of Pathogenesis-Related Proteins. Plos ONE 10(6), e0130132. TianB. HarrisonR. MortonJ. Deb-ChoudhuryS. 2015 Proteomic Analysis of Sauvignon Blanc Grape Skin, Pulp and Seed and Relative Quantification of Pathogenesis-Related Proteins Plos ONE 10 6 e0130132 10.1371/journal.pone.0130132446820326076362 Search in Google Scholar

Waters, E. J., Wallace, W. und P. J. Williams (1991): Heat haze characteristics of fractionated wine proteins American Journal of Enology and Viticulture 56, 246–254. WatersE. J. WallaceW. WilliamsP. J. 1991 Heat haze characteristics of fractionated wine proteins American Journal of Enology and Viticulture 56 246 254 Search in Google Scholar

Waters, E. J., Hayaska, Y., Tattersal, D. B., Adams, K. S. und P. J. Williams (1998): Sequence analysis of grape (Vitis vinfera) berry chitinases that cause haze formation in wines Journal of Agricultural and Food Chemistry 46 (12), 4950–4957. WatersE. J. HayaskaY. TattersalD. B. AdamsK. S. WilliamsP. J. 1998 Sequence analysis of grape (Vitis vinfera) berry chitinases that cause haze formation in wines Journal of Agricultural and Food Chemistry 46 12 4950 4957 10.1021/jf980421o Search in Google Scholar

Waters E. J., Alexander G., Muhlack R., Pocock K. F., Colby C., O'Neill B. K. und P. Jones (2005): Preventing protein haze in bottled white wine. Australian Journal of Grape and Wine Research 11 (2), 215–225. WatersE. J. AlexanderG. MuhlackR. PocockK. F. ColbyC. O'NeillB. K. JonesP. 2005 Preventing protein haze in bottled white wine Australian Journal of Grape and Wine Research 11 2 215 225 10.1111/j.1755-0238.2005.tb00289.x Search in Google Scholar

Wigand P. (2008) Proteine im Wein. Untersuchungen zur Proteinzusammensetzung von deutschen Rot- und Weißweinen. Dissertation, Universität Mainz. WigandP. 2008 Proteine im Wein. Untersuchungen zur Proteinzusammensetzung von deutschen Rot- und Weißweinen Dissertation, Universität Mainz Search in Google Scholar

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